医学实验动物及其操作技术

医学实验动物及其操作技术 第一节 医学实验动物概述 2009-06-02 19:23 一、医学实验动物的概念及意义 医学实验动物(medical experimental animals)是经人工科学育种、饲养和繁殖，受遗传学、微生物学和寄生虫学控制，供生物医学实验用的动物。其遗传背景明确，来源清楚，具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验的再现性。 医学实验动物是生物医学研究不可缺少的部分之一，研究成果的水平高低与动物实验密切相关，它直接影响着研究工作的顺利进行。 二、医学实验动物的类型 (一)普通实验动物(General experimental animals) 1. 遗传学分类 (1)近交系(inbred strain):是指至少连续20代的全同胞兄弟姐妹或亲子交配培育出来的品系，且品系内所有个体都可追溯到起源于20代或以后代数的一对共同祖先的遗传群称为近交系。近交系动物必须具备以下要求:?具有明确的品种背景资料，包括品系名称、近交代数、生物学特性等;?用于保种及生产的繁殖系谱及记录卡应清楚完整，繁殖方法合理;?经遗传检测质量合格了。 (2)封闭群(closed colony):在一定的群体内，五年以上不从外部引起新种进行自繁的动物群称为封闭群。封闭群要求不以近交形式，也不与群外动物杂交。既保持其遗传性状的相对稳定，又避免近交衰退的出现。作为繁殖用的封闭群动物必须遗传背景明确，来源清楚，有较完整的资料(包括种群名称、来源、遗传特点及主要生物学特性)。 (3)杂交群(hybrid stock):是指一般任意交配繁殖的杂种动物。杂种群动物适应性强、生长周期短、繁殖率高、有旺盛的生命力，易于饲养，而且杂种动物比较经济，在教学实验中最常用。因杂种群动物遗传变异大，实验结果重复性差，故不适合用作研究实验。 (4)突变系(mutation gallery):是指遗传基因发生突变而具有某种特殊性状表型或有遗传缺陷的动物，称突变系动物。如侏儒、无毛、肥胖症、肌萎缩、白内障、视网膜退化等。目前，已成为人类疾病模型的有贫血(anemia)、白内障(cataract)、侏儒(dwarf)、无毛(hair- less)、色素性视网膜炎(retinitis pigmentosa)、各种神经麻痹(paralysis)、先天性畸形(congenital malformations)、肾异常(kidney anomalies)、椎骨脱臼症(slipped disease)、上腭裂(Harelip and cleftpalate)等突变系。 2. 按微生物学分类 按微生物学质量控制的程度或根据微生物净化程度分类，可分为五类: (1)普通动物(conventional animals):亦称一级动物，在微生物学控制上要求最低的动物，它要求不携带人畜共患病和动物烈性传染病的病原。因价格低，故教学实验中常用之。 (2)清洁动物(clean animals):亦称二级动物，除普通动物应排除的病原外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原。 (3)无特殊病原体动物(specific pathogen free animals):亦称三级动物，是指动物体内无特定的微生物和寄生虫存在，但带有非特定的微生物和寄生虫的动物。此类动物应排除一、二级动物所排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科研实验干扰大的病原。 (4)无菌动物(germ free animals):是指在动物体内外的任何部位都检不出一切生命体的动物。这类动物系在无菌条件下剖宫产出，又饲养在无菌、恒温、恒湿的条件下，食品饮料等全部无菌。 (5)悉生动物 (gnotobiotes animals):是指机体内带着已知微生物的动物。此种动物原是无菌动物，系人为将指定微生物丛投给其体内，例如使大肠杆菌定居在无菌小鼠体内，在进行微生物检查时仅能检出大肠杆菌。 依据GB14922-2001《实验动物微生物学等级及监测》划分的实验动物等级，并与寄生虫学等级对应，将实验小鼠和大鼠的微生物等级分为清洁级、无特定病原体级(SPF)和无菌级三个级别，普通级的实验小鼠和大鼠原则上不再使用;豚鼠、地鼠和兔分为普通级、清洁级、SPF级和无菌级四个级别。犬和猴分为普通级和SPF级二个级别。 (二)特殊实验动物(special experimental animals) 1. 转基因动物(transgenic animals) 是指将已知的外源基因植入动物受体的生殖细胞或胚胎中，使动物受体的染色体基因组整合有外源基因并能遗传给后代的动物。 转基因动物技术(transgenic animal techniques)主要分为显微注射技术、反转录病毒载体技术、胚胎干细胞(ES细胞)技术三种。 (1)显微注射技术(Micro-injection techniques):是用显微注射方法将外源基因直接导入受精卵，再植入到受体的子宫，使其发育为转基因动物。 (2)反转录病毒技术(Retrovirus techniques):反转录病毒具有侵入宿主细胞并整合于细胞染色体DNA的能力。将插入有外源基因的反转录病毒载体DNA，通过辅助细胞包装成高感染滴度的病毒颗粒，再感染桑葚期的胚胎细胞，随后将胚胎导入子宫，可发育成携带外源基因的子代动物。 (3)胚胎干细胞技术(Embryonic stem cell techniques):是将外源基因导入胚胎干细胞，在体外培养 筛选后，通过显微技术注射到囊腔中，再植入到受体的子宫内，使其发育为嵌合体的转基因动物。该技术还是基因剔除技术(knockout)的重要组成部分。基因剔除又称基因敲除、基因打靶或基因定位突变，它是应用一段外源DNA，因其与ES细胞染色体上的一段序列具有高度的同源性。利用同源重组技术使ES细胞带有这段外源DNA，同时与外源DNA相对应的正常基因失活，把带有外源DNA的ES细胞导入小鼠，建立基因剔除小鼠，来观察与外源基因相对应的正常基因失活、不表达情况下会对动物个体产生哪些影响。 现在，将外源基因导入动物体已成为一项重要的基因工程技术。转基因动物技术为建立人类遗传病、病毒诱导性疾病的动物模型提供了新的有效途径，并在培育动物新品系上提供了更理想的手段。同时，也被众多的生物医学领域的研究实验所用，获得了许多有价值的研究成果。 2. 克隆动物(clone animals) 是指通过无性繁殖方式而产生遗传信息或生命单位完全相同的动物。根据核供体的来源不同可分为胚胎细胞克隆和体细胞克隆两种。将供体细胞核植入去核的卵母细胞中，使后者不经过精子穿透等有性过程即可被激活、分裂并发育成个体，使得核供体的基因得到完全复制。克隆技术在生物医学领域和社会经济效益方面的意义重大。克隆技术可用于人体器官移植、建立疾病的基因模型等，还可用于抢救濒危动物，加快它们的繁殖，培育优秀、纯种的动物。 【返回目录】 第二节 实验动物的安全防护要求 2009-06-02 19:24 实验动物作为科学实验对象大大推动了生命科学的发展，特别是医学的发展。虽然目前开始使用一些动物模型以外的细胞、组织、器官以及基因材料用于科学研究和教学实验，但这些模型和材料不能完全模仿和替代人体或动物机体的复杂的生理环境，因此，仍需要使用活的动物进行实验，以进一步促进人类和动物健康相关的生命科学发展。 在进行动物实验中应该特别注意:一是正确选择实验动物，对所用动物必须了解其整体情况。二是保证动物应享有的福利权，在使用动物进行医学或行为学的研究、检验和教学时，要有道德上的职责。要尽量照顾动物，尽量避免给动物带来不必要的痛苦或伤害。三是在使用动物进行一些传染性疾病的研究时，必须保护好实验者和周围的环境，防止感染和污染。所以实验人员必须了解动物实验的原则和要求。 一、实验动物的保护及使用原则 医学实验动物经过科学的育种、繁殖，遗传背景比较清楚，携带的微生物和寄生虫状况明确，因此，对其保护和使用也有严格的要求，一般应遵循以下原则: 1(实验动物的饲养、使用应遵守国家的法律和规定。 2(使用实验动物应目的明确，理由充分。不要盲目使用，造成不必要的伤害和浪费。 3(使用动物应有种类和数量，数量应满足统计学的要求即可。 4(完善操作规程，避免或减轻因实验中对动物造成的不适和痛苦。包括使用适当的镇静、镇痛或麻醉方法;禁止不必要的重复;禁止在非麻醉状态下进行手术。 5(严格按程序实施实验后动物的处理，包括麻醉、实验后的护理或实施安乐死。 6(实验动物应有良好生活条件，包括饲养环境、符合要求的饲料及细心地饲养。并保持其生活习性，确保其健康和舒适。 7(实验研究人员和实验动物操作人员应接受实验动物的基本知识和操作技能的 培训 焊锡培训资料ppt免费下载焊接培训教程 ppt 下载特设培训下载班长管理培训下载培训时间表下载 。 二 、动物实验中的要求 (一)实验中对动物的限制 限制是指在实验过程中(包括检查、收集标本、给药、治疗或实验操作等)，用手或工具限制动物活动的过程。使用的工具设计应合理，不仅考虑实验的便利，更要考虑减少动物的不适和伤害。尽量缩短限制时间以达到实验目的为基准。在限制实验过程中，发生动物的损伤或严重的行为改变时，应暂停或禁止限制，并给予处理或治疗。限制时要保证实验人员和周围人员的安全。 (二)实验操作 实验需要对动物进行手术时，如对动物产生较大的损害，一定要使用适当的镇静、镇痛或麻醉方法，禁止不必要的重复操作。严格实验操作规程，防止发生血液,体液外溅和针刺伤，避免生物污染。实验人员在操作时也容易被血液,体液污染或被器械、针头刺伤，存在潜在生物污染的威胁，一定注意自我保护，佩戴好护目镜、口罩、手套，穿着专门的实验工作服装。实验完成后对手术后的动物、标本以及所用器具材料等必须按规定程序妥善处置。 (三)饮食的限制 实验用动物原则上要求随时饮食，如果一些实验需要限制动物食物或水时，应根据研究的目的保证动物存活所需的最低量。食物的限量应经过科学的论证、其限量的标准应容易操作，对于水分的限量摄入，要防止动物发生脱水，并要保持动物的膳食平衡。 (四)实验废弃物和动物尸体的处理 1(利器(包括针头、小刀、金属和玻璃等) 应直接弃置于设置有国际通用黑底黄色的生物危害标志(图9-1)的耐扎容器(专用利器盒)内。集中送具有资质的相关部门处理。 图9-1 2(血液和体液标本的处理 病原微生物、病原分离培养物的生化指标等检查的血液和体液，按照要求进行处理并检测。检测后的标本经121?，30min高压灭菌处理。 3(动物脏器组织的处理 动物器官组织，特别是用于病原微生物分离的组织应按照标准程序处理;用于病理切片的组织，须经过甲醛固定后进行切片。剩余的组织经121?，30min高压灭菌处理。 4(动物尸体的处理 实验完的动物尸体，取材后，暂时以专用塑料袋包装，于专用冰柜中冷冻，集中送具有资质的相关部门处理。 三 、实验动物使用程序和要求 (一)实验动物的基本使用程序和要求 1(实验室如需要使用实验动物，应首先向相关部门提出申请。并填写申请表。 2(实验动物使用批准后，应根据申请的动物种属和数量，安排实验动物的饲养和使用。实验动物必须在指定的区域内饲养和使用，禁止在实验室饲养动物。实验操作结束时，应对实验动物施行安乐死术。 3(动物实验应在实验室内指定的区域进行。 (二)有感染性动物实验要求 1(涉及感染性材料的操作要在生物安全柜中进行，并防止泄露在安全柜底面。该类操作包括感染动物的解剖、组织的取材、采血及动物的病原接种。 2(动物笼具在清洗前先做消毒处理。 3(污物、一次性物品需放入医疗废物专用垃圾袋中，经高压灭菌后方可拿出实验室。 4. 动物尸体用双层医疗废物专用垃圾袋包裹后，放入标有动物尸体专用的容器内，用消毒液喷雾容器表面 后，运至解剖区域剖检。 5(工作结束时，应用消毒液擦拭门把手和地面等表面区域。 6(废物放入高压灭菌器内时须同时粘贴高压灭菌指示条，物品移出前观察指示条是否达到灭菌要求。颜色不符时须重复高压灭菌。 (三)动物的饲养 1(使用动物必须按国家标准或实验特殊要求检验合格，方可进入动物实验室。饲养人员应按实验设施规定程序要求进入系统。饲养人员应佩戴好护目镜、口罩、手套，穿着专门的实验工作服装等，以防止发生感染或生物污染等危险。 2(每天应及时观察动物饮食、精神状况，有无异常表现，如患病或死亡。 3(动物应可自由进食、饮水，应经常检查饮水装置。定期检查水、饲料是否充足并及时补给以保证动物的进食量和减少浪费，同时保证其他饲养条件完备。 4(动物饲养区域应每天打扫，保持清洁，每周将地面消毒3次。对通道每周进行2次历时0.5h紫外线照射灭菌。 5(喂给瓜果、蔬菜等须洗净消毒。禁止喂给腐烂发霉不洁的食物，饮水要清洁。 6(对饲喂动物所用的小推车、食物、水容器等用品每周进行两次消毒。 7(室内光照，要求明暗各12h自动交替(开灯12h，关灯12h)。 (四)动物的检疫 1(各动物的检疫期不同，大动物为2周，小动物为1周。 2(在检疫期内观察动物的精神状态、食欲、营养状况、排泄物等，如有任何异常，动物不得用于实验，应退出动物检疫室。 3(检疫合格的动物经适当处理后由缓冲间或物流通道进入动物实验室。 第三节 常用医学实验动物及选择原则 2009-06-02 19:24 一、常用的医学实验动物 1. 小鼠(mouse, mus musculus) 医学实验中常用的小鼠，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属，小家鼠种动物。其体型小易捉，操作方便，而且其生长期短、成熟早、繁殖力强。性情温驯，胆小怕惊，对环境反应敏感。小鼠作为成熟的实验动物，具有很多的品系，是医学实验中用途最广泛和最常用的动物。适合作药物和肿瘤学研究。 2. 大鼠(rat, rattus noivegicus) 我国医学实验中常用的大鼠为大白鼠，属于脊椎动物门，哺乳纲， 啮齿目，鼠科，大鼠属动物。其性情较温顺。受惊时表现凶狠，易咬人。大白鼠的嗅觉灵敏，对噪音敏感，而且对营养缺乏也非常的敏感。由于大白鼠繁殖力强，易饲养，体型大小合适，给药容易，采样量合适方便，故在医学实验中的用量仅次于小鼠。适合作药物和肿瘤学研究。 3. 豚鼠(guinea pig, cavia porcellus) 豚鼠又名海猪、天竺鼠、荷兰猪。属哺乳纲，啮齿目，豪猪形亚目，豚鼠科，豚鼠鼠动物。其性情温驯，胆小怕惊。很少咬人或抓手。由于豚鼠的迟发性超敏反应与人类相似，所以豚鼠是过敏性休克和变态反应研究的首选动物。而且豚鼠对许多病原微生物和抗生素都十分敏感，也是病理学和药理学研究的首选。 4. 家兔(rabbit, oryctolagus cuniculus) 家兔属于哺乳纲，兔形目，兔科，穴兔属，为草食哺乳动物。家兔品种多，但在实验室中经常用的有四种: (1)大耳白兔:特点是耳朵大，肤色白，血管透明清晰，但是抵抗力差。 (2)中国本兔(白家兔):体小力弱，但抵抗力比大耳白兔稍强。 (3)青紫蓝兔:容易饲养，生长期短，体质强壮，抵抗力强。 (4)新西兰白兔:是近年来引进的优良品种，成熟兔体重在4,5.5kg。 家兔性情温顺、胆小、怯懦、惊疑，易饲养、抗病力强、繁殖率高，是常用的实验动物。家兔最大用处是生产抗体，制备高效价和特异性强的免疫血清。也可用于炎症、发热、休克、急性心血管试验等许多实验。 5( 猫(cat, felidae catus) 猫属于哺乳纲，真兽亚目，食肉目，猫科动物。猫用于医学研究已有几百年的历史，因为它的适应性很强，而且其生理学特性及对疾病的反应上与人类相似，所以它在医学上有不可取代的作用，广泛的应用于神经、生理、毒理学、药理学、心血管功能急性实验、血液病等的研究。 6( 狗(dog, canis familiaris) 狗属于脊椎动物门，哺乳纲，食肉目，犬科，犬属动物。狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强，而且喜欢接近人易于驯养。由于狗的神经系统和血液循环系统很发达，广泛用于病理学、生理学、外科学、免疫学、药理学、毒理学、生物化学、营养学等研究。故常用于失血性休克、弥漫性血管凝血、急性心肌梗死、急性肺动脉高血压、条件反射等实验。 7( 猕猴(rhesus monkey, macaca mulatta zimmermann) 猕猴属于哺乳纲，灵长目，猴科，猕猴属动物。猕猴作为灵长类动物，在组织结构、生理、代谢机能等方面同人类极为相似，是人类的近属动物，故它是一种极为珍贵的实验动物。用此类动物进行实验，最易解决人类的病害，研究出其发病机制。一般应用于寄生虫病、生殖生理、药理学、毒理学、口腔医学、细菌性疾病、营养代谢、内分泌学等的研究。 8( 小型猪(miniature swine) 小型猪和猪都属于哺乳纲，偶蹄目，不反刍亚目，野猪科，猪属动物。由于普通家猪躯体大，不便于用作实验，所以很早就开始着手研究家猪小型化了。猪的心血管、免疫系统、消化器官、眼球、肾脏、皮肤等在组织生理和营养代谢方面与人类有极为相似的地方，所以猪也被列为重要的实 验动物。一般应用于肿瘤学、心血管、免疫学、糖尿病、畸形学、遗传学等研究。 9( 蟾蜍(toad, bufo bufo gargarizans)与青蛙(frog, rana nigromaculata) 蟾蜍和青蛙都属于两栖纲，无尾目。蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能不全的实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。 二、医学实验动物的选择原则 严格地说，实验动物选择的正确与否，不仅影响到经费支出、工作进展，还会影响到实验结果的正确性与可靠性，以及整个实验能否顺利进行。实验研究成败的关键之一在于根据实验要求及目的不同，选择相应的动物。在选择实验动物时应注意以下原则。 1. 选用与人的机能、代谢、结构及疾病特点相似的实验动物 医学科学研究的目的在于要解决人类的疾病，所以要选择那些机能、代谢、结构和人类相似的实验动物。一般来说，实验动物越高等，进化程度愈高，反应就愈接近人类。例如，狒狒、猩猩、猴等灵长类动物是最近似人类的理想动物但是灵长类动物较难获得，价格昂贵，对饲养条件的要求特殊，所以在实际应用中常退而求其次。当然应用最多的实验动物还是小鼠和大鼠，由于它们价格便宜、易于管理和控制。所以动物实验不仅仅是从整体，往往也从局部尽量选择与研究对象的机能、代谢、结构和疾病性质类似的动物。 2. 选用遗传背景明确，具有已知菌丛和模型性状显著且稳定的动物 要使动物实验的结果可靠、有规律，得出正确的结论，就应选用经遗传学、微生物学、营养学、环境卫生学的控制而培育的标准化实验动物。故一般不选用杂种动物或普通动物，但是一般要求不高的教学实验等，则可以采用，以降低费用。 3. 选用解剖、生理特点符合实验目的要求的动物 很多实验动物具有某些解剖生理特点，为实验所要观察的器官或组织等提供了很多便利条件，是保证实验成功的关键。所以要选择解剖生理特点符合实验目的要求的实验动物做实验。 4. 选择对实验处理敏感的品种品系实验动物 实验研究常选用那些对实验因素最敏感的动物作为实验对象。因不同种系实验动物往往会出现一些特殊反应，故应根据实验目的不同选择品系。 5. 选用人畜共患疾病的实验动物和传统应用的实验动物 有些病因不仅对人而且对动物也造成相似的疾病，故应选择人畜共患疾病的实验动物。 6. 考虑伦理道德与“3R”原则 现代动物实验必须考虑伦理道德与“3R”原则。其中，reduction(减少)是指在动物实验中，在不影响实验数据的情况下尽量减少动物的使用量;replacement(替代)是指使用其他的实验材料或方法替代动物，开展实验;refinement(优化)是指通过改进和完善实验程序，尽量减少对动物的伤害。充分考虑动物实验过程中的动物福利和伦理问题，能够保障实验结果的稳定和可靠。 7. 实验动物的个体选择 除应注意以上五点原则以外，还应考虑到个体动物的年龄、性别、生理状态和健康状况等。 (1)年龄(Age)和体重(weight):年幼动物一般较成年动物敏感。应根据实验目的选用适龄动物。急性实验选用成年动物。慢性实验最好选用年轻一些的动物。在合格的饲养管理条件下，小型实验动物的年龄是可以按体重来估计的。 (2)性别(Sex):实验证明，不同性别对同一致病刺激的反应也不同。在实验研究中，如对性别无特殊需要时，选用雌雄各半。如已证明无性别影响时，亦可雌雄不拘。雌雄性间有不同征象，通常根据征象区分性别。 (3)生理状态(Physiology condition):在选择个体时，应考虑动物的特殊生理状态，如妊娠、授乳期等，因此时机体的反应性变化很大。 (4)健康状况(Physical condition):健康状况不好的动物不能用来实验，对实验结果会有很大的影响。通过以下的外部表征可以判断健康动物。 1)总体情况(General condition):发育完好，食欲良好，活蹦乱跳，反应敏捷。 2)头部(Head):呼吸均匀，眼鼻部均无分泌物流出，眼睛有神，结膜不充血，瞳孔清晰，不打喷嚏。 3)皮毛(Fur):皮毛柔软有光泽，无脱毛蓬乱现象。皮肤无感染症状。 4)腹部(Abdomen):无膨大，肛门区无稀便及分泌物。 5)外生殖器(Ex-genitals):无分泌物、损伤及脓痂。 6)爪趾(Claw):完好，无溃疡、结痂。 第四节 常见人类疾病动物模型 2009-06-02 19:27 一、人类疾病动物模型概念及意义 人类疾病动物模型(animal models of human diseases)是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。应用动物模型是现代医学认识生命科学客观规律的实验方法和手段。通过动物模型的研究，有意识地改变那些自然条件下不可能或不容易排除的因素，以便更加准确地观察模型的实验结果，并将研究结果推及于人类疾病，从而有助于更方便、更有效地认识人类疾病的发生、发展规律和研究防治措施。 二、人类疾病动物模型的分类 1. 按产生原因分类 (1)诱发性动物模型(experimental animal model):又称之为实验性动物模型，是指研究者通过使用物理的、化学的、生物的和复合的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似疾病时的功能、代谢或形态结构方面的病变，即为人工诱发出特定的疾病动物模型。 (2)自发性动物模型(spontaneous animal model):指实验动物未经任何人工处置，在自然条件下动物自然发生或由于基因突变的异常表现通过遗传育种保留下来的动物模型。 (3)抗疾病型动物模型(negative animal model):是指特定的疾病不会在某种动物身上发生，从而可以用来探讨为何这种动物对该病有天然的抵抗力。 (4)生物医学动物模型(biomedical animal model):是指利用健康动物生物学特征来提供人类疾病相似表现的疾病模型。 2. 按系统范围分类 (1)疾病的基本病理过程动物模型(animal model of fundamentally pathologic processes of disease):是指各种疾病共同性的一些病理变化过程模型。 (2)各系统疾病动物模型(animal model of different system disease):是指与人类各系统疾病相应的人类疾病动物模型。 3. 按模型种类分类 疾病模型的种类包括整体动物、离体器官和组织、细胞株和数学模型。整体动物模型是常用的疾病模型，也是研究人类疾病常用的手段。 4. 按中医药体系分类 按中医证分类，动物模型可分为阴虚、阳虚动物模型、气虚动物模型、血虚动物模型、脾虚和肾虚动物模型，厥脱证动物模型等。按中药理论分类，人类疾病动物模型包括解表药动物模型、清热药、泻下药、祛风湿药、利水渗湿、温里药、止血药、止咳药、化痰药、平喘药、安神药、平肝息风药、补益药、理气药、活血化瘀药等动物模型。 三、常见人类疾病动物模型 1.肿瘤动物模型(animal model of malignant tumor) (1)肝癌:建立肝癌动物模型的方法有:?用二乙基亚硝胺(DEN)诱发大鼠肝癌。选用成年封闭群大鼠，雌雄不限，给予0.25, DEN水溶液0.25,1ml灌胃或稀释10倍，放在饮水瓶中自由饮水，剂量为每天2,10ml/kg 喂养半年左右。?用4-二甲基氨基偶氮苯(DBA)诱发大鼠肝癌。选用成年大鼠，用含0.06, DBA饲料喂养，饲料中维生素B2不应超过1.5,2mg/kg，连续喂养4,6个月。?用2-乙酰氨基酸(2AAF)诱发大鼠肝癌。给成年大鼠喂含0.03, 2AAF的饲料，每日每只平均2,3mg，连续3,4个月。?用亚氨基偶氮甲苯(OAAT)诱发大鼠肝癌。选用成年大鼠，用含1, OAAT苯溶液涂在大鼠的两胛间皮肤上，隔日1次，每次2,3滴，连续7,8周。?用黄曲霉素诱发大鼠肝癌。饲料中含0.001,0.015mg/kg混入饲料中喂6个月。 (2)胃癌:制备胃癌动物模型的方法有 ?甲基胆蒽(MC)诱发小鼠胃癌。20g左右的小鼠，无菌手术下，在腺胃黏膜面穿挂含甲基胆蒽线结。含MC的线结是用普通细线，在一端打结后，将线结置于盛有MC小玻璃试管内，在酒精灯上微微加温，使MC液化渗入线结，MC浓度为0.05,,0.1,，每条线结含有MC约5mg。手术埋线后4,8个月可成功诱发胃癌。?用不对称亚硝胺，剂量为0.25ml/kg体重，3个月后全部动物发生前胃乳头状癌，7,8个月后有85,,100,发生前胃癌。昆明种动物最敏感。 2. 消化性溃疡动物模型(animal model of peptic ulcer) (1)应激性溃疡模型:选用大鼠，禁食24,48h ，将大鼠固定在鼠板上，垂直浸入20?,23?的水浴中，水面平至大鼠的剑突。浸泡20,24h 后，将大鼠处死，打开腹腔，先结扎幽门，再用注射器将1,的福尔马林8,10ml 从食管注入胃内，结扎贲门，取出全胃，30min后沿胃大弯剖开，便可见溃疡。此法方便简单，成功率高，是研究抗溃疡药物的常用模型。 (2)组胺性溃疡模型:选用大鼠，禁食24h 可以饮水，腹部皮下注射磷酸组胺50 mg/kg，2h后再注射1次，3h 后处死动物，按上述方法固定胃。此法也可诱发食管、胃、十二指肠等发生溃疡。是研究溃疡发生机制及治疗药物的常用模型。 (3)水杨酸性胃溃疡模型:选用大鼠，禁食24h ，把水杨酸按100mg/kg灌胃，4h 后处死，按上述方法固定胃。 (4)结扎幽门法溃疡模型:选用大鼠，麻醉后在无菌技术下结扎幽门。术后禁食、禁水，19h 后处死，按上述方法固定胃。此模型适合做探索抗溃疡病药物研究和胃溃疡发病机制方面的研究。 3. 高血压动物模型(animal model of hypertension) (1)肾动脉狭窄性高血压模型:狗或家兔麻醉后取俯卧位，从脊柱旁1.5,2cm处开始，右侧顺肋骨缘，左侧在肋骨缘约两指宽处作4cm的皮肤切口，分离皮下组织腰背筋膜，切开内斜肌筋膜，推开背长肌，暴露肾并小心地钝性分离出一段肾动脉，选用一定直径的银夹或银环套在肾动脉上造成肾动脉狭窄。如果是单侧肾动脉狭窄，则在间隔10,12d后将另一侧肾摘除。手术几天后，血压开始升高，1,3个月后血压升至高峰，并可长期维持下去。 (2)肾外包扎性高血压模型:肾外异物包扎，压迫肾实质，造成肾组织缺血，使肾素形成增加，血压上升。选用120,150g大鼠，麻醉后，消毒皮肤，沿脊椎中线切开皮肤，在左侧季肋下1.5,2cm和距脊椎1cm处用小血管钳分开肌肉，用两指从腹下部将肾脏自创口中挤出，将肾脏与周围组织剥离，将自制的双层乳胶薄膜剪成“X”形，沿肾门将肾脏交叉包扎。然后在对侧切开取出右肾，分离后切除，分别缝合肌肉和皮肤创口。约20d，30,大鼠出现高血压。 (3)应激性高血压模型:应激性高血压大鼠模型常采用噪声和足底电击的复合刺激，每天2次，每次2h，约20d大鼠可形成高血压。 4. 糖尿病动物模型(animal model of diabetes mellitus) (1)病毒诱发法:选用DBA/2雌性小鼠，皮下接种脑炎、心肌炎病毒M型变异株4,7d后出现明显的高血糖，伴有血中及胰腺中胰岛素含量降低。 (2)四氧嘧啶法:SD大鼠200g左右，雌雄不限，40mg/kg四氧嘧啶静脉注射1次，观察血糖 > 300mg/dl， 持续2周可以认为造模成功。 (3)链脲菌素法:将链脲菌素在酸化生理盐水中溶解成1,溶液，给大鼠静脉注射40,100mg/(kg?次)。观察血糖 > 400mg/dl，持续3d即可认为是造模成功。 (4)高糖饲喂诱发法:选用SHR/NLHCP大鼠5周龄，喂饲含54,蔗糖饮食。1个月时，观察到OGTT异常，6个半月时胰岛素反应异常，9个月时可见体重减轻、衰弱。 5. 呼吸系统疾病动物模型(animal model of respiratory diseases) (1)肺炎动物模型:在无菌操作下，将大鼠用20,乌拉坦麻醉后，仰卧固定于手术台，备皮后，沿颈部正中切开皮肤，钝性分离皮下组织，暴露气管，用5号针头插入主支气管，随即注入活菌液(1?106~1?109cfu/0.25ml)0.25ml，然后再注入0.5ml空气。取出针头，用小动脉夹向头侧轻夹住气管，随即将动物置头向上位置摇动30s，以利于细菌均匀分布于下呼吸道。松开动脉夹，缝合肌肉及皮肤，置动物头高脚低位，倾斜30?位置直至苏醒，以免胃内容物吸入。麻疹病毒肺炎模型:其操作程序与前面相同，注入的是麻疹病毒或活疫苗0.15,0.25ml(每只麻疹疫苗用麻疹稀释液稀释至1ml)。 (2)肺气肿模型:给动物气管内或静脉内注入一定量木瓜蛋白酶、胰蛋白酶、致热溶解酶、败血酶以及由脓性痰和白细胞分离出来的蛋白酶等，可复制成实验性肺气肿。以木瓜蛋白酶形成的实验性肺气肿病变明显而且典型。 (3)肺水肿模型:用氧化氮吸入可造成大鼠和小鼠中毒性肺水肿，或用气管内注入50,葡萄糖液引起渗透性肺水肿。切断豚鼠、家兔、大鼠颈部两侧迷走神经可引起肺水肿。静脉注入10,氯仿(兔0.1ml/kg、狗0.5ml/kg)也可引起急性肺水肿。腹腔注入6,氯化铵水溶液可引起大鼠(0.4ml/kg)、豚鼠(0.5,0.7ml/kg)肺水肿。 (4)肺纤维化模型:气管内注入博来霉素是目前最常用复制肺纤维化动物模型方法。大鼠麻醉后使之固定在鼠台上，将鼠舌拉出，趁动物吸气瞬间迅速将平端聚乙烯塑料管(连注射器，内盛博来霉素A5生理盐水溶液)通过声带开口插入气管4,5cm，缓慢注入博来霉素溶液，剂量为5mg/kg。注入药物后将动物直立旋转，尽量使药液在肺内分布均匀。关于气管内给药方法，也可在麻醉下切开颈部皮肤，分离气管，用4号针头刺入气管内注药。这在小鼠较为常见。 第五节 动物实验前的准备 2009-06-02 19:28 一、实验动物的标记 1. 染色法 适用于小动物，如兔子、大鼠、小鼠等。此方法是将化学药品涂在动物的被毛上，以不同颜色来区分动物。常用的化学药品有:3%,5%苦味酸溶液(黄色)、0.5%中性品红(红色)、2%硝酸银(咖啡色)。标记的原则是:先左后右，从上到下。如果动物编号是二位数或三位数，那相应的用二种或三种不同的颜色，不同颜色代表不同位数(个位、十位、百位)， 标记的原则同上(图9-2)。 图9-2 2. 挂牌法 常用于大动物。写有编号的金属牌挂在动物的颈上来区分动物。对于猴、狗、猫等动物有时可 不做标记，只记录它们的外表特征和毛色即可。 3. 笼子编号 标记在笼子上。 以上只介绍了几种最简单的方法，在使用中可灵活掌握。 二、实验动物的抓取固定方法 1. 小白鼠 小白鼠较温和，一般不会咬人，不需要戴手套捕捉，先用右手抓住鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上，用左手的 拇指、食指和中指抓住小鼠两耳后项背部皮毛，以无名指及小指夹住鼠尾即可(图9-3)。 图9-3 2. 大白鼠 大白鼠牙齿锋利，捕捉时要提防被咬伤。从笼内抓取周龄较小的大白鼠时，需抓住大白鼠尾巴的根部，不要让大白鼠悬在空中的时间过长，否则易激怒大白鼠并易致尾部皮肤脱落，抓取大的时，用左手从背部中央到胸部捏住，但用力不宜过大，最好戴防护手套，但手套不宜过厚(图9-4)。 图9-4 如若是灌胃、腹腔注射、肌肉或皮下注射，可采用抓取小鼠的手法，调整好大鼠在手中的姿势后即可操作。 如须进行尾静脉取血或注射时，可按小白鼠尾静脉注射法将大鼠固定于固定器内或置于倒扣的烧杯中，将鼠尾留在外面进行操作(图9-5)。 图9-5 3. 家兔 家兔易于驯服，一般不会咬人，但脚爪较锐利。抓取时切记忌强抓兔的耳朵、腰部或四肢。当兔在笼内安静下来时，打开笼门，用右手抓住颈部的被毛和皮肤，轻轻把动物提起，把兔拉至笼门口，头朝外，然后迅速用左手托起兔的臀部，给家兔以舒适安全感(图9-6)。按实验要求，可采取用手、兔台或兔盒固定。 图9-6 (1)用手固定:如须经口给药时，则应坐在椅上用一只手抓住兔颈背皮肤，另一只手抓住两后肢挟在大腿之间。大腿挟住兔的下半身，用空着的手抓住两前肢将兔固定。抓住颈背部的手，同时捏着两个耳朵，不让其头部活动，即可操作。 (2)兔台固定:如需进行颈、胸、腹部手术或需要观察呼吸、血压时应在麻醉后绑好四肢(后肢应系在踝关节以上，前肢应系在腕关节以上)，然后使其仰卧位固定在兔台上(图9-7)。 图9-7 (3)兔盒固定:如仅须做耳缘静脉注射或取血，可使用兔盒固定(图9-8)。 图9-8 4. 狗 实验第一个步骤就是捆绑狗嘴，要提防被咬。对于驯服的狗，可以从侧面靠近轻轻抚摸其项背部皮毛，然后用固定带迅速绑住其嘴，在上颌打一个结，再绕回下颌打第二个结，然后引至后颈项部打第三个结(图9-9)。对于未经驯服的狗，可使用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再绑其嘴或静脉麻醉后再移去狗头钳。最后把狗放在实验台上，先固定头部，再固定四肢(与家兔固定法相同)。 图9-9 做慢性实验时，实验者若每日亲自喂饲，逐渐驯服，在实验时可达到充分合作的目的。对于一些无刺激、无疼痛的实验，狗也会服从、配合。 5. 蛙类 在捉拿蟾蜍时勿碰压耳侧的毒腺，提防毒液射入眼中。用左手将蛙握住，以中指、无名指和小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住右、左前肢，右手进行操作(图9-10)。也可用固定钉将蛙固定在蛙板上(图9-11)。 图9-10 图9-11 三、实验动物的麻醉 麻醉是利用麻醉药使神经系统的某些部位被抑制的结果，麻醉药作用于神经系统是可逆的，随麻醉药被排出体外或体内破坏，麻醉作用逐渐消失，为使手术顺利进行，减少疼痛，需将动物麻醉。麻醉方法可分为局部麻醉和全身麻醉两种。 1. 局部麻醉 局部麻醉方法很多，有局部浸润麻醉、表面麻醉和神经阻断麻醉等。常用1%普鲁卡因溶液在手术切口部位作浸润注射。首先用皮试针头作皮内注射，形成一橘皮样的小皮丘，然后换成长针头，由皮点进针将药物注射于皮内、皮下或手术野深部组织的四周。要求手术切口区域全部浸润，以阻断用药部位的神经传导，使痛觉消失。每次注药前都应先回抽一下针筒芯，无回血时，方可注入，以免将麻醉剂误注入血管。同时注麻醉药时要边注射边将针头向外拉出。 黏膜麻醉、鼻、咽喉表面麻醉，可用2%盐酸可卡因。兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。 2. 全身麻醉 全身麻醉常用于较深部位或较大的手术时。麻醉药作用于中枢神经系统(脑和脊髓)，使其被抑制，呈现出意识消失、全身不感疼痛的一种麻醉方法，可分为吸入麻醉和注射麻醉两类。实验时，可根据手术时间长短选择不同的麻醉方法。 (1)吸入麻醉:吸入麻醉药经呼吸道吸入而达到全身麻醉，多选用乙醚，适用于小动物，如大白鼠、小白鼠和豚鼠。将动物放在麻醉瓶或倒扣的烧杯内，内置浸有乙醚的棉球或纱布团。待动物倒下后，即已麻醉，但维持时间较短。如手术时间长，可将浸有乙醚的棉球装入小瓶内，置于动物的口、鼻处以持续吸入乙醚。由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。 (2)腹腔和静脉注射麻醉法:非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的性别，所以在腹腔和静脉麻醉时，一定控制药物的浓度和注射量。 3. 麻醉注意事项 (1)乙醚是挥发性很强的液体，易燃易爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存于阴凉干燥处，不宜放在冰箱内，以免遇到电火花时引起爆炸。 (2)动物麻醉后可使体温下降，要注意保温。在寒冷季节，注射前应将麻醉剂加热至与动物体温相一致的水平。 (3)犬、猫或灵长类动物，手术前8,12h应禁食，避免麻醉或手术过程中发生呕吐。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。 (4)静脉麻醉时，应注意给药速度，密切观察动物生命体征的变化，出现呼吸节律不整和心动过缓时，应立即停止给药。 四、实验动物被毛的去除方法 动物去毛是动物手术中皮肤准备之一，去毛范围应大于手术野，常用的去毛方法有以下几种。 1. 剪毛法 急性实验中常用的一种方法。剪毛前应先用湿纱布把被剪部位的毛蘸湿，然后用剪刀紧贴动物 皮肤依次剪去被毛。切忌一手提起被毛，另一手剪，这样剪后留下的毛根长短不一，而且容易剪伤皮肤。 2. 剃毛法 大动物慢性手术时的常用方法，剃前先将毛剪短，用刷子蘸肥皂水将需剃部位的毛充分刷湿，然后用剃须刀顺毛剃净被毛。 3. 脱毛法 是采用化学脱毛剂脱去被毛，用于动物的无菌手术。首先将脱毛处被毛剪短，然后用棉球蘸脱毛剂涂一薄层，2,3min后，用温水洗去脱落的被毛，纱布擦干局部，涂一层凡士林即可。脱毛剂常用配方有: (1)硫化钠3份，肥皂粉1份，淀粉7份，加水调成稀糊状。 (2)硫化钠8g加水至100ml，配成8%溶液。 (3)硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5ml，硼砂1g，水75ml，配成糊状。 (4)硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水内。 4. 拔毛法 一般用于大、小白鼠、家兔和狗的静脉注射或取血。拔毛可刺激局部皮肤，有使血管扩张的作用。 五、实验动物的皮肤消毒 消毒前，先按上述方法去掉手术部位的被毛。用3%,5%碘酒棉球涂抹皮肤，待干后，再用75%的酒精涂抹，消毒顺序是先中心后外周。若消毒感染伤口，则应从外周开始，最后擦伤口，已被污染的棉球不能再擦清洁部位。几种常用的消毒液如下。 (1)3%,5%碘酒:碘3.0,5.0g、碘化钾3.0,5.0g、75%酒精加至100ml。主要用于皮肤消毒。杀菌效力强，但有强烈的刺激性，故不适合用于黏膜消毒。 (2)75%酒精:无水乙醇75ml加蒸馏水25ml。主要用于皮肤消毒(或消毒手术器械)，碘酒消毒后用75%酒精脱碘。 (3)1%煌绿:煌绿1.0g加75%酒精100ml。多用于皮肤薄嫩的动物。 (4)2%红汞:红汞2.0g加蒸馏水100ml。用于各种黏膜消毒，如鼻腔、口腔、阴道及眼结膜等。 第六节 实验动物的给药途径及取血方法 2009-06-02 19:39 一、实验动物的用药途径及方法 动物给药的途径和方法可根据动物种类、实验目的和药物而定，常用的方法简介如下。 (一)经口给药 有口服与灌胃两种方法。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中，使动物自行摄取。为保证剂量准确，应使用灌胃法，适用于小白鼠、大白鼠及家兔等动物。 1. 小鼠、大鼠(或豚鼠)灌胃时将灌胃针安在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，用灌胃针管压其上腭，使口腔和食道成一条直线，再沿咽后壁徐徐插入食管。针插入时应无阻力。 若感到阻力或动物挣扎时，应拔出重插，以免损伤或穿破食管以及误入气管(图9-12)。 图9-12 一般当灌胃针插入小鼠3,4cm，大鼠或豚鼠4,6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2,1ml，大鼠1,4ml，豚鼠为1,5ml。 2. 猴、狗、猫、兔 灌胃时，先将动物固定，用特制的扩口器放入动物口中，并用绳将它固定于嘴部。将带有弹性的橡皮导管(如导尿管)，经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食管。此时应检查导管是否插入食管，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食管中，即可将药液灌入。灌胃完毕后，先拔出导尿管，再取下张口器(图9-13;图9-14)。 图9-13 图9-14 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积根据体重大小而不同:小鼠为0.5,1.0ml，大鼠为3,7ml，豚鼠为4,6ml，家兔为80,150ml，狗为200,500ml。 (二)注射给药 1. 皮下注射 皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。注射时，常规消毒注射部位皮肤，用左手拇指和食指提起皮肤，注射针头取一钝角角度刺入皮下，将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。皮下注射部位一般大白鼠在侧下腹部;豚鼠在后大腿内侧或小腹部;兔在背部或耳根部注射;狗、猫多在大腿外侧;蛙可在脊背部淋巴腔注射。 2. 皮内注射 是将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。此法可用于观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，多用于接种、过敏实验等。操作时须将注射的局部脱去被毛，常规消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用注射器连4号小针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，皮肤表面此时可见一白色小皮丘。 3. 肌肉注射 一般多选用臀部或股部肌肉发达、无大血管通过的部位，注射时将针头迅速刺入肌肉，回抽无回血，即可进行注射。给大白鼠、小白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5号针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。 4. 腹腔注射 常用于大鼠或小鼠给药。用左手捕捉固定动物，使腹部向上，鼠头略低于尾部，右手将注射针头自下腹部靠近腹白线的两侧刺入皮下，使针头向前推0.5,1.0cm，再以45?角穿过腹肌，缓缓注入药液。为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹(图9-15)。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。 图9-15 5. 静脉注射 (1)狗:狗静脉注射多选用前肢内侧头静脉(图9-16)或后肢小隐静脉(图9-17)，注射前应先剪去注射部位的被毛，用胶带扎紧静脉近心端，使血管充盈，针尖自远心端刺入血管，有回血后，固定针头，徐徐注入药液。 图9-16 图9-17 (2)家兔:一般选用外侧耳缘静脉(图9-18)。注射前应先拔去注射部位的被毛，用手指轻弹或轻揉兔耳，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，使静脉充盈，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持针尽量从远端刺入，回抽有回血后用左手拇指固定针头，放开食指和中指，将药液注入(图9-19)。 图9-18 图9-19 (3)小鼠和大鼠:一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射前先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾露出，在45?,50?热水中浸泡，或用酒精擦拭，使血管扩张。用拇指和食指捏住尾根部，再以无名指和小指夹住尾端部，用中指从下托起尾巴固定，右手持注射器连4号细针头，从尾下1/4处进针，如针确已在静脉内，则注药无阻，否则局部发白隆起，应拔出针头再移向前方静脉部位重新穿刺。 (4)蛙类:将蛙脑脊髓破坏后仰卧位固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌翻转，可见腹静脉紧贴腹壁肌肉下行，将针刺入即可(图9-20)。 图9-20 6. 淋巴囊注射 蛙类皮下有数个淋巴囊，是蛙的给药常用途径，注射时应从口腔底部刺入肌层，再进入胸皮下淋巴囊注药，抽针后药液才不易流出(图9-21)。 图9-21 此外，根据实验内容的不同还可采取呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延髓池给药、直肠内给药、关节腔内给药。 二、实验动物的取血方法 (一)大鼠、小鼠 1. 尾部取血 可采用针刺尾静脉和剪尾尖两种方法。 (1)针刺尾静脉:先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。 (2)剪尾尖:将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45?,50?热水中浸泡数分钟，使血管扩张。 擦干鼠尾后，将尾尖剪去1,2mm(小鼠)或5mm(大鼠)。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。 2. 眼部取血 可采用眼球后静脉丛取血法。用7号针头连接1ml的注射器或10ml长玻璃管(一端烧制拉成直径1,1.5mm的毛细管)。取血时左手抓住鼠两耳之间的皮肤使头固定，轻轻压迫颈部两侧，阻碍头部静脉回流，使眼球充分外突，球后静脉丛充血。右手持注射器或玻管，将其插入内眦部，向眼底方向旋转插入。插入深度:小鼠为2,3mm，大鼠为4,5mm。因血压关系，血液自行流入管内，拔出针头或玻管，放松左手。为防止穿刺孔出血，可用纱布压迫眼球，达到止血目的。数分钟后可在同一穿刺孔重复取血。小鼠一次可采得血0.2ml，大鼠0.5ml(图9-22)。 3. 大血管取血 可采用颈动(静)脉、股动(静)脉、腹主动脉等方法取血。在这些部位取血均须麻醉后固定动物，然后作动(静)脉分离手术，使其充分暴露，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。或直接用剪刀剪断大血管吸取，但切断动脉时，要防止血液喷溅。 4. 心脏取血 先将动物仰卧固定，左手食指在左侧第3,4肋间触到心尖搏动最强处，右手用连有针头的注射器在此穿刺。由于心脏跳动血液进入注射器。小鼠约0.5,0.6ml，大鼠约0.8,1.2ml。 5. 断头取血 这需要二人配合操作，采血者用左手将大(小)鼠的头颈部握紧，右手抓住躯干和后肢，将颈部暴露。助手用剪刀将鼠颈剪断(用力要大)，采血者应迅速将大(小)鼠倒置，让血滴入容器。此方法用于实验结束后血液采集量大时。 (二)豚鼠 1. 耳缘剪口采血 将耳消毒后，用锐器割破耳缘，在切口边缘涂抹20%枸橼酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入盛器。操作时，使耳充血效果较好。此法能采血0.5ml左右。 2. 心脏采血 取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中，选心跳最明显的部位作穿刺。针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血。因豚鼠身体较小，一般可不必将动物固定在解剖台上，而可由助手握住前后肢进行采血。成年豚鼠采血应不超过10ml为宜。 3. 股动脉采血 将动物仰位固定在手术台上，减去腹股沟区的毛，麻醉后局部用碘酒消毒。切开长约2,3cm的皮肤，使股动脉暴露及分离，然后用镊子提起股动脉，远端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放开止血钳，血液既由导管流出。一次可采血10,20ml。 4. 背中足静脉取血 固定动物，将其右或左后关节伸直，将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，一手拉住豚鼠的趾端，一手用注射器刺入静脉。拔针后立即出血，呈半球状隆起。采取后应压迫止血。 (三)家兔 1. 耳部取血 可采用耳缘静脉或耳中央动脉取血。首先拔去血管表面皮肤的毛，轻揉兔耳或用酒精涂抹皮肤使血管扩张。用注射器可从耳中央动脉抽取数毫升血。也可用针头刺破耳缘静脉末梢取血。 2. 大血管取血 可采用颈静脉、股静脉和后肢小隐静脉取血。 (1)颈静脉和股静脉取血:首先麻醉做血管分离术。然后用注射器沿血管方向刺入抽取血液。 (2)后肢小隐静脉取血:首先使动物仰卧然后固定，在小腿上端扎橡皮管，小腿外侧皮下可见充盈的静脉，经皮穿刺可以取血。 3. 心脏取血 在第三肋间胸骨左缘3mm心脏搏动最强处，将针头垂直刺入心脏，血即进入注射器。一次可取血20,25ml。 (四)狗和猫 1. 耳缘静脉取血 采血量较少时可用此法。用针头刺破静脉采血或直接用空针抽取。 2. 前、后肢静脉取血 前肢选用内侧皮下头静脉，位于前肢前部，在下1/3处向内侧走行;后肢选用外侧的隐静脉，位于跗关节外侧，距跗关节上方5,10cm处的皮下，由前斜向后上方走行。采血时，先将狗固定，用止血带扎住穿刺部位的上方，使静脉充盈。操作者手持注射器采血。 3. 颈静脉取血 此方法可取较多的血。先将狗麻醉固定，固定时将颈部尽量后仰，助手用手压住颈静脉入胸部的皮肤，使静脉怒张。操作者用左手绷紧进针部位的皮肤，右手拿注射器沿血管向心端刺入。采血后应注意止血。 还可从狗的心脏或股动、静脉采血。但技术要求较高，不容易成功，除非有特殊要求，否则可选用以上三种方法。 猫的取血方法与狗基本相似，可采用前肢皮下头静脉、后肢股静脉、耳缘静脉取血。采血量较大时，可从颈静脉抽取。 第七节 实验动物的外科技术及急救 2009-06-02 20:57 一、实验动物常用的外科基本技术 (一)基本操作技术 1. 切开 根据实验要求确定手术切口的部位及大小。切开时先绷紧皮肤，将刀刃与皮肤垂直，用力要得当， 一次切开皮肤全层，切缝整齐而不偏斜。切开皮肤及皮下组织时，一般要求按解剖层次逐层切开，注意止血，避免损伤深层的重要组织器官(图9-23，图9-24)。 图9-23 图9-24 2.止血 止血是手术操作中的重要环节。手术过程中止血完善与否，不仅直接影响手术部位的显露和手术操作，而且关系到手术后动物的安全、切口愈合的好坏以及是否造成并发症等。术中止血必须准确、迅速、可靠。常用的止血方法有: (1)预防性止血:术前1,2h内使用一些能提高血液凝固性的药物，以减少术中出血。常用的预防性止血剂有10%氯化钙溶液、10%氯化钠溶液。 局部麻醉时，配合应用肾上腺素，即在1000ml普鲁卡因溶液中加入0.1%肾上腺素2ml，利用其收缩血管的作用，达到减少手术部位出血的目的。在四肢末梢、阴茎、尾部手术时，为避免出血过多，可在手术部位的上方缠以止血带，待手术部位彻底止血后松开。 (2)术中止血:?压迫止血:手术中出血一般可先用灭菌纱布或拧干的温热盐水纱布按压片刻，切勿用干纱布擦拭，以减少组织损伤。?钳夹止血:用止血钳与血流方向垂直夹住血管断端，停留一段时间后取下止血钳。?结扎止血:常用于压迫无效或较大血管的出血。出血点用纱布压迫蘸吸后，用止血钳逐个夹住血管断端，要夹准、夹牢，但应尽量少夹周围组织，再用丝线结扎止血。结扎时，先竖起止血钳，将结扎线绕过钳夹点之下，再将钳放平后钳尖稍翘起，打第一个结时，边扎紧边轻轻松开止血钳，再打第二个结。线结的种类有方结 (平结)、外科结和三叠方结(图9-25)。打结方法有手打结和器械打结两种(图9-26，图9-27)。?烧烙止血:以烧热的烙铁烧血管的断端，使血液和组织凝固，从而达到止血的目的。?药物止血:当内脏出血时，可用纱布吸净积血，然后将止血粉、云南白药或凝血酶等涂撒在创面上，稍加压5,10s即可止血。 图9-25 图9-26 图9-27 3. 组织分离法 分离组织的目的在于充分显露深部组织，造成手术径路，便于切除病灶。操作时要注意以下原则:?在同一平面上力求一次垂直切开，以保切口边缘整齐，禁止斜切和锯切，以减少损伤，便于愈合。?在切开多层组织时，一般应按组织层次分层切开，切口大小应适当。?切开肌肉时，一般应沿肌纤维方向进行。?要确保切口创伤分泌物的顺利排出。 组织分离方法有两种: (1)锐性分离法:使用刀、剪等锐性器械作直接切割的方法，该法用于皮肤、黏膜、各种组织的精细解剖和紧密粘连的分离。 (2)钝性分离法:使用刀柄、止血钳、剥离器或手指等分离肌肉、筋膜间隙的疏松结缔组织的方法。 软组织分离要求按解剖层次逐层分离，保持视野干净、清楚。原则上以钝性分离为主，必要时也可使用刀、剪。?结缔组织的分离:用血管钳插入撑开，作钝性分离。对薄层筋膜，确认没有血管时可使用刀剪。对厚层筋膜，因其往往内含血管而不易透见，不要轻易使用剪刀。使用血管钳作钝性分离时，应慢慢地分层，由浅入深，避开血管。若需用锐器，应事先用两把血管钳作双重钳夹(有时甚至结扎)，再在两钳之间切断。?肌肉组织的分离:应在整块肌肉与其他组织之间，一块与另一块肌肉分界处，顺肌纤维方向作钝性分离，肌肉组织内含小血管，若需切断，应事先用血管钳作双重钳夹，结扎后才可剪断。?血管神经的分离:顺其直行方向，用玻璃分针小心分离，切忌横向拉。 4. 缝合法 缝合方法很多，但归纳起来主要有间断缝合、连续缝合和毯边缝合(图9-28)，还有减张缝合、褥式缝合、荷包缝合和“8”字形缝合。间断缝合是最常用缝合方法，一般组织均可采用;连续缝合常用于缝合腹膜及胃肠道等，较快，并有一定的止血作用;毯边缝合常用于皮片移植缝合、胃肠吻合时缝合后壁全层等，边缘对合整齐，有一定止血作用;褥式缝合常用于胃肠道、血管等处的缝合;减张缝合常用于缝合皮肤，可与其他缝合并用，其特点是缝线的进出孔距创缘较远(2,4cm)，或在打结前装上纱布圆枕，以减少组织张 力，防止组织被缝线撕裂;荷包缝合常用于缝合胃肠道小穿孔及包埋阑尾残端等;“8”字形缝合常用于缝合筋 膜、腱膜、肌肉等。 图9-28 缝合前，应彻底止血，并清除腔内异物、凝血块及坏死组织。缝针的入孔和出孔要对称，距创缘0.5,1cm左右。缝线松紧适宜。打结最好集中于创缘的同一侧。必要时考虑作减张缝合和留排液孔。缝合时，必须遵守无菌常规。 外部创口缝线经一定时间后(约7,14d)，均需拆除。根据创口缝合情况，可决定分次拆除或一次拆除。创口化脓时，根据治疗需要拆除全部或部分缝线。拆线前，在缝合处，尤其在缝线和针孔上，需用碘酒和酒精消毒。拆线时，需注意拆线的方法(图9-29)。 图9-29 (二)基本手术 1. 颈部手术 (1)气管插管术:以家兔为例。术中需使用常用手术器械、丝线、棉球、“Y”形气管套管、手术台、20%乌拉坦等。手术前，动物麻醉(20%乌拉坦1g/kg体重耳缘静脉注射)，仰卧位固定，备皮。然后，用解剖刀在颈部，自甲状软骨下缘，沿下中线作一长约5,7cm皮肤切口，暴露胸骨舌骨肌。用血管钳插入左右胸骨舌骨肌之间，作钝性分离(也可用两食指分离)。分离时，血管钳不可插得太深，以免损伤小血管。将两块肌肉向两边拉开，暴露气管约5cm。用弯头血管钳将气管与背后的结缔组织分开，穿线备用。用解剖刀或手术剪在甲状 软骨下1cm处的气管两软骨环之间作一倒“T”形切口。切口不宜大于气管直径的1/3。如气管内有血液或分泌物，先用小棉球揩尽，以保证呼吸道通畅。然后，用镊子夹住切口一角，用适当口径的气管套管由切口处向胸端插入气管内，用备用线扎牢并固定于侧管上，以免脱落。 (2)颈部血管分离及插管术:首先剥离神经和血管，在神经或血管附近结缔组织中插入大小合适的止血钳，顺着神经和血管走行方向扩张止血钳，逐渐将其周围结缔组织剥离。分离细小神经或血管时，先用蚊式止血钳或玻璃分针沿神经或血管走行方向将其周围的结缔组织层层分开，再用玻璃分针将神经或血管完好地分离出来。最后用眼科镊子在神经或血管的下面穿过一条浸有生理盐水的细线，以备将神经或血管提起及结扎用。分离术完毕后，用一块浸有温热的生理盐水纱布盖在切口组织上，以保持切口部位的湿润。 1)颈外静脉-右心房插管术:在急性实验中，颈外静脉插管常用于注射各种药物、取血、输液和测量中心静脉压。兔和狗的颈外静脉较粗大，是头颈部的静脉主干。颈外静脉分布很浅，位于颈部皮下胸骨乳突肌的外缘。分离时，将皮肤的一侧切开，用手指在颈皮肤外面向上顶起，即可看到呈暗紫红色的颈外静脉，用钝头止血钳或玻璃分针沿血管走行方向，将静脉周围的结缔组织轻轻分离。 颈外静脉插管前，首先准备长短适当、内径为0.1,0.2cm的塑料管或硅胶管，插入端要剪成斜面，另一端连接输液或静脉压测量装置。插管时先用动脉夹夹住静脉近心端，待静脉充盈后再结扎远心端。用眼科剪在静脉上靠远心端结扎处，呈45?角剪一马蹄形小口，约为管径的三分之一或二分之一，插入导管。将备用线打一个结，取下动脉夹，把导管慢慢向右心房方向送至所需长度。测量中心静脉压时，兔需插入约5cm，狗插入约15cm，此时导管口在上腔静脉近右心房入口处，可从中心静脉压检测仪中观察到液面停止下降并随呼吸明显波动，结扎固定导管。如果颈外静脉用作注射、输液等，导管一般送入2,3cm即可。 2)颈总动脉的分离与插管:在急性实验中，颈总动脉导管作测量动脉血压或放血用。颈总动脉位于气管外侧，其腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。分离两条肌肉之间的结缔组织，可找到呈粉红色较粗大的血管，用手指触之有搏动感，即为颈总动脉。颈总动脉与颈部神经被结缔组织膜束在一起，称颈部血管神经束。用左手拇指和食指抓住颈皮和颈肌，以中指顶起外翻，右手持蚊式止血钳或玻璃分针，顺血管神经的走行方向分离出颈总动脉。操作时应注意颈总动脉在甲状腺附近有一较大的侧支，为甲状腺前动脉，分离时勿将其切断。分离过程中，须经常地用生理盐水湿润手术野，并拭去附近的血液。为了便于插管或作颈总动脉加压反射等操作，颈总动脉应尽量分离得长些(大白鼠、豚鼠2,3cm，兔3,4cm，狗4,5cm)。 颈总动脉插管所用导管同颈外静脉导管，其内充满肝素生理盐水溶液。分离的颈总动脉下置两根备用线，用一根结扎动脉远心端，将近心端用动脉夹夹住，另一根线打一活结于动脉夹与远心端结扎线之间。血管切口同颈外静脉。导管插入动脉管腔1,2cm，然后用线打结，其松紧以放开动脉夹后不致出血为度。结扎固定后再围绕导管打结固定，以免导管滑脱。未测量前暂勿放开动脉夹。 (3)颈部迷走、交感、减压神经的分布情况及分离。 1)颈部迷走、交感、减压神经的分布。?兔:在颈部分离出气管后，其外侧由结缔组织的包绕颈总动脉与三根粗细不同的神经而形成血管神经束。最粗者即为迷走神经，呈白色;较细者为颈部交感神经干，呈灰白色，交感神经干有到心脏去的分支;最细者为减压神经，属于传入性神经。其神经末梢分布在主动脉弓血管壁内。减压神经一般介于迷走和交感神经之间，但其位置常有变异，且变异率很大。?猫:交感神经与迷走神经并列而行，交感神经较细而迷走神经较粗大，减压神经并入迷走神经中移行。?狗:在颈总动脉背侧仅见一粗大的神经干，称为迷走交感神经干。迷走神经的结状神经节与交感神经的颈前神经节相邻。迷走神经于第一颈椎下面进入颈部，与交感神经干紧靠而行并被一总鞘所包，联合而成迷走交感神经干。 2)颈部迷走、交感、减压神经的分离方法。其分离暴露方法同颈总动脉。可根据神经的形态、位置和行走方向等特点进行辨认。辨认时可用眼科镊将颈血管神经束附近的结缔组织膜夹住，轻轻拉向外侧，或在颈总动脉下穿一根线，轻轻提起，即可看到血管、神经自上而下排列在结缔组织膜上。迷走神经和交感神经很容易辨认，而减压神经仅在兔为一条独立的神经，较容易辨认，而在人、马、猪、狗等动物，此神经并不单独走行，而是行走于迷走交感干或迷走神经中。因减压神经较细，极易受损伤，故应先用玻璃分针将其周围组织分离，然后再分离其他神经，分离长度一般为2,3cm长。分离后，置经生理盐水湿润的细线于各条神经之下面，各打一虚结后备用。 3)颈部膈神经的分离方法:切开颈部皮肤，分离皮下组织，暴露出气管和胸骨乳突肌，可见有一静脉紧贴于皮下走行于胸骨乳突肌的外缘，此为颈外静脉。用止血钳轻轻将颈外静脉和胸骨乳突肌向深处分离，当分离到气管边缘时，可见沿后外方走行的较粗的臂丛神经，其内侧有一条较细的神经，约在颈部下1/5处横跨臂丛并与之交叉，向内后走行，即为膈神经，辨清膈神经后，用玻璃分针小心地将膈神经分出1,2cm，于神经下置一线备用。如需在实验中记录电位，可小心剥去神经干周围的结缔组织膜，则可以提高记录电位幅度。 2. 胸部手术 以家兔为例。由于家兔解剖学上的特点:左右两侧胸腔不通，心脏又在两侧胸膜腔之外的纵隔中。所以很多心脏实验都利用此特点进行，现介绍一种出血少而又不易使胸膜破损的开胸方法。 家兔仰卧位固定、备皮，沿胸部正中胸骨柄上作局麻，由胸骨柄窝上方1cm向胸骨柄正中作5,6cm皮肤切口。然后将胸骨柄窝上方的颈阔肌进行分离，分离不宜过深，以免损伤静脉，分离方向紧贴胸骨柄下，用粗剪刀沿胸骨柄正中剪开，若偏离正中易剪破胸膜。最后用粗棉线穿过切开的胸骨柄牵引扩张，充分暴露心脏。 在使用剪刀时，要注意向上挑起，以防剪破胸膜;手术中应尽量减少出血，如出血较多时，先用止血钳将出血点夹住，再用线结扎止血。 3. 腹部手术 输尿管插管术以家兔为例。术中需使用常用手术器械、丝线、棉球、玻璃分针、“Y”形导尿管(可同时插两侧的输尿管)、兔手术台、20 %乌拉坦等。手术前，将动物麻醉，仰卧位固定，剪去耻骨联 合上腹部的部分被毛。然后，做耻骨联合上缘向上的下腹部正中切口，长3,4cm。再用手术剪沿腹白线剪开腹壁及腹膜，注意勿伤腹腔内脏器官。寻找膀胱，并将其翻出腹外，在膀胱底两侧找到输尿管。注意术中用温热盐水纱布覆盖手术视野，以保持腹腔内温度与湿度。找到输尿管后，在输尿管靠近膀胱处用丝线扣一松结备用，用弯头小镊或小指托起输尿管，用眼科剪在其上剪一小斜口(呈45?角，约为输尿管直径的1/2)从小口处向肾脏方向插入导尿管(事先充满生理盐水)，并用备用丝线固定之，防止滑脱。插好后，可见管内有尿液慢慢流出。插管要轻，防止出血。 4. 股部手术 (1)股动、静脉和股神经分离术:股三角内的血管、神经包括股动脉、股静脉和股神经，处于一层深筋膜之下。分离时，可用蚊式止血钳在耻骨肌与缝匠肌交点处小心地沿缝匠肌后部内侧缘分离，并将缝匠肌后部轻轻向外拉开，其下方即见深筋膜包围着的血管神经束。仔细分离深筋膜后，血管、神经即完全暴露。股静脉位于内侧，股神经位于外侧，股动脉位于中间(图9-30)。用玻璃分针或蚊式止血钳小心分离各血管、神经之间的结缔组织膜，并穿线备用。 图9-30 (2)股动、静脉插管术:在大动物的急性实验中，为了便于随时通过动脉、静脉给药，故常需要做股动、静脉插管术。以家兔的股静脉插管为例。用蚊式止血钳分离出一段股静脉，在其下方穿两条线，一条先在静脉远心端结扎，再用小镊子将近心端静脉管前壁轻轻提起，用眼科剪直剪，呈45?角，剪开血管直径的1/3，注意，血管切口面一定要呈倒“V”样的斜切面然后将静脉导管插入，并用另一条线将导管固定在静脉腔内。 如要从股动脉放血或快速注射高渗葡萄糖溶液或输血时，就须做动脉插管。插管前先要在套管内充满0.5%肝素，插管方法同上。 二、实验动物的急救措施 当实验进行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤、窒息等各种原因，而使动物心跳减弱甚至停止、血压急 剧下降甚至测不到;呼吸极慢而不规则甚至呼吸停止、角膜反射消失等临床死亡症状时，应立即进行急救。急救的方法可根据动物情况而定。对狗、兔、猫常用的急救措施有下面几种。 1. 人工呼吸 用双手按压动物胸廓进行人工呼吸。如有电动人工呼吸器，可行气管插管后，再连接人工呼吸器进行人工呼吸。一旦动物恢复自主呼吸，即可停止人工呼吸。 采用人工呼吸器时，应调整其容量:大鼠为50/min，每次8ml/kg，即400ml/(kg?min);兔和猫为30/min，每次10ml/kg，即300ml/(kg?min);犬为20/min，每次100ml/kg(即2000ml/(kg?min)。 2. 针刺 针刺人中穴对抢救家兔效果较好。对狗用每分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。 3. 注射强心剂 可以静脉注射0.1%肾上腺素1ml，必要时直接作心脏内注射。肾上腺素具有增强心肌收缩力，使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度，扩张冠状动脉，增强心肌供血、供氧及改善心肌代谢，刺激高位及低位心脏起搏点等到作用。 当动物注射肾上腺素后，如心脏已搏动但极为无力时，可从静脉或心腔内注射1%氯化钙5ml。钙离子可兴奋心肌紧张力，而使心肌收缩加强，血压上升。 4. 注射呼吸中枢兴奋药 (1)可从动物静脉一次注射25%尼可刹米1ml。此药可直接兴奋延髓呼吸中枢，使呼吸加速加深;对血管运动中枢的兴奋作用较弱。在动物抑制情况下作用更明显。 (2)可从动物静脉一次注射1%山梗茶碱0.5ml。此药可刺激颈动脉体的化学感受器，反射性地兴奋呼吸中枢;同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴奋作用。作为呼吸兴奋药，它比其他药作用迅速而显著。呼吸可迅速加深加快，血压亦同时升高。 5. 动脉快速注射高渗葡萄糖液 一般常采用经动物股动脉逆血流加压、快速、冲击式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根据动物而定，如狗可按2,3ml/kg体重计算。这样可刺激动物血管内感受器，反射性地引起血压 呼吸的改善。 第八节 实验动物的处死及尸体处理 2009-06-02 21:31 一、实验动物的处死方法 1. 较大动物的处死方法 以下几种方法适用于豚鼠、猫、兔、狗等较大或更大一点的动物。 (1)空气栓塞法:将空气注入动物静脉，使之很快栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进入肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔、猫等需注入20,40ml。狗需注入80,150ml。这是最常用的一种方法。 (2)急性失血法:?一次性抽取大量心脏血液，可使动物很快致死。?狗可采用股动、静脉放血法。给狗按每千克体重静脉注射硫喷妥纳20,30mg，动物麻醉后，暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10cm的横切口，把股动、静脉全切断，血立即喷出。用一块湿纱布不断擦去股动脉切口周围处的血液和血凝块，同时不断地用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持畅通，动物3,5min内即死亡。 (3)破坏延脑法:如果急性实验后，脑已暴露，可用器具将延髓破坏，导致动物死亡。对家兔可用木槌或手击其后脑部，损坏延脑，造成死亡。 (4)开放性气胸法:将动物开胸，造成开放性气胸。这时胸膜腔的压力与大气压力相等，肺脏因受大气压缩发生肺萎陷，纵隔摆动，动物窒息而死。 (5)化学药物致死法:给动物的静脉内注入福尔马林溶液，使血液内蛋白凝固，导致全身血液循环严重障碍和缺氧而死。成年狗静脉内需注入10%福尔马林溶液20ml。 4%戊巴比妥作静脉注射(1mg/kg)，或20%氨基甲酸乙酯(尿烷或乌拉坦作胸腔注射(5ml/kg)给动物的静脉内注入氯化钾溶液，使动物心肌失去收缩能力，心脏急性扩张，致心脏弛缓性停跳而死亡。成年兔静脉内需注入10%氯化钾溶液5,10ml;成年狗静脉内需注入20,30ml。 2. 小动物的处死方法 以下几种方法适用于大鼠、小鼠这类小动物。 (1)脊椎脱臼法:是将动物的颈椎脱臼，断开脊髓使动物致死。左手拇指与食指用力向下按住鼠头，右手抓住鼠尾用力向后拉，鼠便立即死亡。这是最常用的一种方法。 (2)急性大失血法:可将眼球摘除导致大量失血致死。 (3)击打法:右手抓住鼠尾提起，用力撞击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木槌击打鼠头部也可致死。 (4)断头法:给小鼠断头时，可用左手拇指和食指夹住小鼠的肩胛部，固定。右手拿剪刀迅速将头剪断。给大鼠断头时，实验者应戴上棉纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。 (5)可将浸有乙醚或氯仿的棉球连同小动物一起密封于玻璃容器内麻醉。 3. 蛙类的处死方法 常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊椎。左手用湿布将蛙包住，露出头部，并且用食指按压其头部前端，拇指按压背部，使头前俯;右手持探针由头前端沿中线向尾方刺入，触及凹陷处即枕骨大孔所在。进入枕骨大孔后将探针尖端转向头方，向前探入颅腔，然后向各方搅动，以捣毁脑组织。脑组织捣毁后，将探针退出，再由枕骨大孔刺入，转向尾方，与脊柱平行刺入椎管，以破坏脊髓。待蛙的四肢肌肉完全松弛后拔出探针，用干棉球将针孔堵住，以防止其出血。 如处死的是蟾蜍，在操作时要防止毒腺分泌物射入眼内。如被射入，立即用大量生理盐水冲洗眼睛。 二、实验后动物尸体的处理 1. 实验中因正常死亡的动物，如:失血过多、创伤等，以及实验后处死的动物应装入垃圾袋内并交学校动物中心处理。注意实验动物禁止食用。 2. 因传染病死亡的动物，应将尸体焚烧或掩埋(1m以下)，或固定后投入粪池，腐烂发酵后作肥料。 第九节 动物离体标本制备 2009-06-02 21:34 一、蛙或蟾蜍坐骨神经,腓肠肌标本的制备 1. 实验原理 蛙或蟾蜍等两栖类动物的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相似，而其离体组织生活条件易于掌握，在任氏液的浸润下，神经肌肉标本可较长时间保持生理活性，因此，在生理学实验中常用蛙或蟾蜍坐骨神经腓肠肌离体标本来观察神经肌肉的兴奋性、兴奋过程以及骨骼肌收缩特点等。 2. 实验器材与药品 蛙类手术器械和药品1套，包括:蛙板、小玻板各1块，粗剪刀、直剪刀各1把，大镊子、小镊子各1把，眼科剪刀1把、探针1根、玻璃分针2根，大烧杯、小烧杯各1个，滴管1支，培养皿1个，棉线，任氏液，锌铜叉。 3. 实验方法和步骤 (1)破坏脑脊髓:取蟾蜍一只，用自来水冲洗干净。左手握住蟾蜍，用食指压住头部前端使头前俯，右手持刺蛙针从枕骨大孔向前刺入颅腔(图9-33)，左右搅动捣毁脑组织，然后将刺蛙针退到枕骨大孔，不拔出而是将其尖转向后插入脊柱管中捣毁脊髓，插入椎管时，蟾蜍后肢立即失去紧张性，多数情况出现尿失禁。若脑 脊髓破坏完全，可见蟾蜍四肢松弛，呼吸消失。 (2)剪除上肢和内脏:在骶髂关节上0.5,1.0cm处用粗剪刀剪断脊柱。用镊子夹住后端脊柱，以剪刀沿脊柱两侧剪除所有内脏及头胸部，留下后肢、骶骨、后端脊柱及紧贴于脊柱两侧的坐骨神经(图9-34)。 (3)剥皮:左手用镊子或直接用手捏住脊柱断端(注意不要压迫神经)，右手捏住断端边缘皮肤，向下剥去全部后肢皮肤(图9-35)，将标本置于盛有任氏液的培养皿中。将手和用过的器械洗净后再进行以下步骤。 (4)分离两腿:用玻璃分针沿脊柱两侧游离出两条坐骨神经，并于近脊柱处各扎一细线，然后在扎线与脊 柱之间剪断神经。提着神经上的细线，将两条坐骨神经分别置于两条大腿上，左手持脊柱，将骶骨翘起，将下位脊柱全部剪除。捏着两侧髂骨向反方向分离，使耻骨联合脱臼后，沿耻骨联合正中将两下肢剪开，将一条腿浸于任氏液中备用，另一条置于浸有任氏液的玻璃板上。 (5)游离坐骨神经和剪断股骨:认清坐骨神经沟和腓肠肌的部位，用剪刀剪断梨状肌及其周围的结缔组织，左手提着神经上的细线，右手持剪刀或玻璃分针沿坐骨神经沟细心剥离，直至将坐骨神经剥离到腘窝。将游离干净的坐骨神经放在下腿上，沿膝关节的周围将大腿的所有肌腱剪断，并用剪刀刮净股骨下段附着的肌肉，在 股骨上1/3处剪去上段股骨及所附的肌肉，这样制成的称为坐骨神经下腿标本(图9-36)。 (6)游离腓肠肌:在坐骨神经下腿标本的基础上，用剪刀将跟腱的下端剪断，在跟腱与肌肉交界处扎一条细线，左手提线，右手用剪刀游离腓肠肌，直到膝关节。最后用粗剪刀在膝关节下将小腿剪去，留下的即为坐骨神经腓肠肌标本(图9-37)。做好的标本用锌铜叉的两极轻轻接触坐骨神经，如腓肠肌立即收缩，表示标本的兴奋性良好，然后将标本放入任氏液中，待其 兴奋性稳定后再进行实验。 4. 注意事项 (1)已剥离皮肤的组织避免接触皮肤毒液或其他不洁物。 (2)分离神经时，一定要用玻璃分针，不能随便用刀、剪进行操作。 (3)不能过分牵拉神经，以免造成损伤。 (4)标本制备过程中应适当地用任氏液湿润标本。 (5)避免用手指或金属器械接触或夹持标本的神经肌肉部分。 二、离体蛙心标本的制备 1. 标本制备 (1)暴露蛙心:取蟾蜍一只，毁坏脑和脊髓，将其仰卧固定在蛙板上。从剑突下将胸部皮肤向上剪开或剪 掉，然后剪掉胸骨，打开心包，暴露心脏和动脉干。 (2)观察心脏的解剖结构:在腹面可以看到一个心室，其上方有两个心房，心室右上角连着一个动脉干，动脉干根部膨大为动脉圆锥，也称动脉球。动脉向上可分左右两支。用玻璃针从动脉干背部穿过，将心脏翻向头侧，在心脏背面两心房下面，可以看到颜色较紫红的膨大部分，为静脉窦，这是两栖类动物心脏的起搏点， 观察静脉窦、心房、心室间收缩的先后关系(图9-38)。 (3)心脏插管:先用丝线分别结扎右主动脉、左右肺动脉、前后腔静脉，也可以在心脏下方绕一丝线，将上述血管一起结扎，但此结扎应特别小心，勿损伤静脉窦，以免引起心脏骤停。结扎时，可用蛙心夹在心舒期夹住心尖，将心脏连线提起，看清楚再结扎。准备插管，在左主动脉下穿一丝线，打一松结，用眼科剪在左主动脉上向心剪斜口(一定要剪破动脉内膜)，让心脏里的血尽可能流出(以免插管后血液凝固)。用任氏液将流出的血冲洗干净后，把装有任氏液的蛙心插管插入左主动脉，插至主动脉球后稍退出，再将插管沿主动脉球后壁向心室中央方向插入，经主动脉瓣插入心室腔内。此时可见插管内液面随心搏上下移动。将预先打好的松结扎紧，并将线固定在插管壁上的玻璃小钩上防止滑脱，用滴管吸去插管内液体，更换新鲜的任氏液，小心提起插管和心脏，在上述血管结扎处的下方剪去血管和所有的牵连组织，将心脏离体。此时，离体蛙心已制备成功，可供实验(图9-39)。 2. 注意事项 (1)制备蛙心标本时，勿伤及静脉窦。 (2)每次换液时，蛙心套管内液面应保持同一高度。 (3)随时滴加任氏液于心脏表面使之保持湿润。 三、离体主动脉条 1. 制备方法 取兔或大鼠一只，猛击其头致死，立即剖开胸腔，分离胸主动脉，尽可能于近心脏处把其切断，迅速置于盛有克氏液并通以95%氧气及5%二氧化碳的培养皿中，剔除血管外结缔组织及脂肪，洗去凝血块，轻轻套在较主动脉稍小的玻璃棒上。然后用眼科剪把主动脉作螺旋形剪开，制成宽约3mm、长1.5~2cm的主动脉条，两端分别用线结扎，置于盛有克氏液并通以95%氧气及5%二氧化碳的恒温37?的麦氏浴管内，平稳90~120min后进行实验。也可把胸主动脉剪成多个宽2mm的动脉环代替血管条做实验。 2. 注意事项 (1)本标本勿用手拿，应以镊子夹取，且不可在空气中暴露过久，以免失去敏感性。 (2)克氏液必须用新鲜蒸馏水配制。 (3)余下的动脉条连同克氏液置于4?冰箱中，1~2天内仍可用做实验;采用大白鼠主动脉条时，可制成宽2~2.5mm，长2~3cm。 四、离体气管标本制备 1. 气管连环标本 豚鼠1只，体重500g，用木槌击毙，立即从腹面正中切开皮肤和皮下组织，细心分离出气管，自甲状软骨下剪下整段气管，置于盛有Kerbs营养溶液的平皿中，剪除气管周围组织。从软骨环之间由前向后和由后向前进行交叉横切，均不完全切断而保留一小段。从上到下约横切10,15处。然后两端缝上线，一端固定，另一端拉开，即成气管连环。 2. 气管螺旋条标本 将气管由一端向另一端螺旋形剪成条状，每2,3个软骨环剪一个螺旋。亦可用一根直径2,3mm的玻璃棒或竹棒，将气管套在其上，用剪刀剪成或用手术刀切成螺旋状。整个螺旋长条可作一只实验标本，也可用半段螺旋条做一标本。 注意事项:分离气管及制作气管螺旋条标本时，动作要敏捷而轻柔，切勿用镊子夹伤气管平滑肌。 (王跃民) 第十节 动物血压及心电图的测定 2009-06-02 21:42 血压和心电图是重要的生理指标。动物血压、心电图的测量方法与技术是机能实验教学所要求的基本的技能之一，也是心血管生理学、药理学研究所必备的实验技术之一。 本节主要介绍常用动物血压、室内压及心电图的测量方法与技术。 一、清醒大鼠的血压测定 清醒大鼠的血压测定有多种方法。按是否进行手术分为有创和无创;按测定方式分为直接和间接，一般直接法都是有创的。 直接法又分为导管法和换能器埋入腹腔遥测法，前者插入大鼠动脉的导管通过换能器与记录系统有连接，测量时清醒大鼠的活动受一定的限制，后者插入动脉的导管、换能器与记录系统无任何连接，测量时大鼠可自由活动。 间接法一般是无创的，间接法有多种，常用的有鼠尾容积测压法和大鼠尾动脉脉搏测压法等等。目前，清醒大鼠血压测定方法多为大鼠尾动脉脉搏测压法。下面主要介绍大鼠尾动脉脉搏测压方法。 1. 基本原理 大鼠尾部加压超过收缩压时，脉搏消失，压力减至收缩压时，脉搏出现，继续减压至舒张压时，脉搏恢复加压前的水平，通过检测这种脉搏变化时的瞬间压力，即为血压值。 2. 实验动物与器材 大鼠，体重150,300g;尾动脉测压系统，系统由包括尾动脉测压仪、脉搏传感器、加压尾套、尾部加热器及动物固定装置等组成。 3. 实验方法与步骤 不同厂家，不同型号的尾动脉测压系统操作步骤上有些小的差异，但基本操作步骤是一致的。 (1)大鼠固定和加温:加温采用大鼠全身或鼠尾局部加温。固定一般采用有机玻璃制成的固定器。 (2)确定起始脉搏水平:将加压尾套、脉搏换能器依次套在鼠尾合适位置。 (3)测定血压:用橡皮球充气加压，使加压尾套内的压力升高至脉搏完全消失，在继续加压20mmHg左右，然后缓慢放气减压至脉搏信号恢复起始水平，此时可以从测压仪上或记录系统中读取收缩压、舒张压、平均动脉压和心率等。一般连测三次，取其平均值作为一个测量值。 4. 注意事项 (1)由于被测清醒大鼠活动受到限制，制动应激可影响血压准确性，为降低这种影响，一定要在正式实验前训练大鼠，使之适应测压环境和操作，除此之外，动物保温也可以使动物安静。 (2)温度影响大鼠尾动脉的舒张，因此，在测量时大鼠的尾部应适当加温。一般控制在34?左右。持续时间以10min为宜。 (3)实践发现，加压尾套的宽度和位置影响测量值，加压尾套太小所测血压值偏高，其宽度太大则相反。因此，应根据动物体重大小选择适当宽度加压尾套。体重小于150g，加压尾套一般应以1.5cm为宜，体重在200g左右的以2.0cm为宜 ，体重大于300g以2.5,2.8cm为宜。 加压尾套距鼠尾根部越远，血压值越低，以放在大鼠尾根部为宜。且每次测量必须放置同一位置。 (4)减压速度可影响测压值，故放气时尽可能恒速。 二、麻醉大鼠动脉血压的测定(直接测定法) 麻醉大鼠动脉血压测定的常用方法有两种:一是采用颈总动脉插管测量血压，二是采用股动脉插管测量血压。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯(Urethane)注射液或者1.5%戊巴比妥钠(Phentobarbital Sodium)注射液，1%普鲁卡因注射液，0.3%肝素生理盐水注射液，常用实验器械一套，家兔或者大鼠实验台一个，用于家兔或者大鼠的聚乙烯医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm，内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm，内径为0.8mm)，压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。 2. 实验方法与步骤 (1)颈总动脉测量动脉血压:取体重为200,250g左右的大白鼠，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈总动脉分离(见本章第七节基本手术操作)分离出一侧的颈总动脉约2cm。插管前将导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液，排走气泡，并且准备好记录仪器。然后先将颈总动脉远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45?角度剪口，将准备好的颈总动脉插管向近心端插入约1cm，用近心端的穿线结扎动脉血管和导管，松开动脉夹将导管再送入约1cm左右，即可看到动脉的血压波形，再用远心端的结扎线结扎固定插管，等动物稳定5min左右，就可以开始实验内容了。 (2)股动脉测量动脉血压:取体重为200,250g左右的大白鼠，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待动物被麻醉后，(见本章第七节基本手术操作)分离出约1cm左右。同样插管前将动脉插管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液，排走气泡，并且准备好记录仪器。然后先将股动脉远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，或者用近心端的穿线轻轻提起血管，阻断血流。在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45?角度剪口，将准备好的动脉插管向近心端插入约0.5cm，松开动脉夹，或者松开近心端的提线，将插管再送入约1cm左右，用近心端的穿线结扎动脉血管和插管，即可看到股动脉的血压波形，再用远心端的结扎线结扎固定插管，等动物稳定5min左右，就可以开始实验内容了。 3. 指标及含义 反映动脉血压变化的指标有三个，它们是:收缩压(systolic blood pressure，SBP)、舒张压(diastolic blood pressure，DBP)、平均动脉压(mean blood pressure, MBP) 4. 注意事项 经颈总动脉插管测量血压的方法，颈部手术的操作要轻巧，用血管钳钝性分离肌肉组织，用玻璃分针分离迷走神经和颈总动脉，这样出血少，对血管的刺激小，方便插管操作。经股动脉插管测量血压的方法相对难度较大，因为手术视野小、股动脉血管细、分离出来的血管也短，所以操作更要求细心、轻巧。 三、麻醉家兔、大鼠中心静脉压的测定 中心静脉压(central venous pressure CVP)是用来反映右心房内压力变化的一个指标。右心房内压力 的变化受到两个因素的影响:第一是上下腔静脉回流的情况，比如大量失血或者丢失体液而发生低血容量性休克时，回心血量明显减少，右心房内压力会降低，中心静脉压降低;第二是右心室内压力变化的情况，比如肺动脉高压时，右心室内压也增高，右心房内血液进入右心室受阻，右心房内压增高，中心静脉压增高。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液，1%普鲁卡因注射液，0.3%肝素生理盐水注射液，常用实验器械一套，家兔或者大鼠实验台一个，用于家兔或者大鼠的医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm，内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm，内径为0.8mm，比较柔软的塑料导管)，水检压计或者压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。 2. 实验方法与步骤 取体重为2kg左右的家兔，用20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg，耳缘静脉注射麻醉，待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈部剪毛，用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤，用血管钳钝性分离右侧皮下组织，即可看到颈外静脉(有两个分支)，用血管钳小心地分离出两个分支融合在一起的血管约2cm，分别在远心端和近心端穿两条手术线备用，先将远心端结扎，轻轻提起远心端结扎线，用眼科剪刀在静脉壁上以45?角度剪口，将充满生理盐水的水检压计的导管或者压力换能器的导管向近心端方向插入大约4cm左右即可。然后用近心端的手术线轻轻结扎血管和导管，再用远心端的手术线轻轻结扎固定导管。打开水检压计的导管或者压力换能器的三通开关，就可以看到中心静脉压的波动变化。 3. 指标及含义 中心静脉压(CVP cmH2O)主要用于监测右心房压力的变化，评价体循环有效循环血容量的情况，或者是右心室压力变化的情况。 4. 注意事项 因为静脉壁比较薄，所以分离时一定要小心轻巧，用玻璃分针钝性分离，并且将管壁上的筋膜组织分离干净。剪开静脉壁插口时，原来充盈的静脉会立即塌陷变扁，插管时用眼科小镊子或者用针头弯制的小拉钩，提起剪口就可以容易地将导管插进去了。 四、麻醉家兔、大鼠左室内压(LVP)与左室内压变化速率(?dp/dtmax)的测定 心脏左心室内压(left ventricular pressure LVP)及其变化速率，是反映和评价左心室收缩功能与舒张功能的重要指标，不论是在临床的心导管检测，还是在基础医学的实验教学与科研中经常要用到这一测量方法。一般情况下，家兔、大鼠均采用通过颈总动脉插管到达心脏左心室的方法，即可获得反映左心室收缩功能与舒张功能的指标，而且操作简便、易行。另外大鼠还可以采用经左心室心尖部插管到达左心室，测量反映左心室收缩功能与舒张功能指标的方法。这一测量方法，可以在测量左心室收缩功能与舒张功能的同时，还可获得心脏泵功能的指标。这种方法需要进行开胸手术，暴露心脏，因此要用小动物人工呼吸机辅助呼吸。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液，1%普鲁卡因注射液，0.3%肝素生理盐水注射液，常用实验器械一套，家兔或者大鼠实验台一个，用于家兔或者大鼠的聚乙烯医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm，内径为1.5mm;大鼠用导管外 径为1mm，内径为0.8mm)，压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。 2. 实验方法与步骤 (1)取家兔一只，称体重，采用经耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg，或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg的麻醉方法，注射速度不要太快。待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈部剪毛，做好手术准备。可以用1%普鲁卡因注射液2ml在颈部正中的皮下进行局部浸润麻醉，用手术刀切开颈部正中的皮肤(大鼠用手术剪刀剪开)，用血管钳钝性分离皮下组织和覆盖在气管上面的肌肉，暴露出气管。在气管的左右两侧，就可以看到红颜色的颈总动脉和白色的迷走神经同在一个鞘膜里，通常选择右侧颈总动脉插管到左心室。用血管钳轻巧地打开鞘膜，分离出右侧的颈总动脉2,4cm，分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液，排走气泡，并且准备好记录仪器。然后先将颈总动脉远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45?角度剪口，将准备好的颈总动脉导管向近心端插入约2cm，用近心端的穿线结扎动脉血管和导管，但是不要太紧，使得导管可以继续插入。松开动脉夹将导管再送入约2cm左右，记录一段颈总动脉的血压波形。用左手指捏着剪口处的血管和插管，用右手轻轻地将导管向心脏方向送下，导管经过颈总动脉、主动脉弓到达主动脉瓣膜口时，血压的波幅会有些变大，手指可以明显地感受到心脏的跳动，这时继续送下导管，即可进入左心室、记录出左心室内压和左心室内压变化速率的波形，见图9-40。根据记录波形的情况，轻轻调整一下导管的位置，然后将近心端的穿线扎紧，再用远心端的结扎线结扎、固定导管，即可进行实验内容。 (2)大鼠经左心室心尖部插管的方法:取大鼠一只，称体重，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈部、胸部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤，用血管钳钝性分离皮下组织和覆盖在气管上面的肌肉，暴露出气管，进行气管插管，打开人工呼吸机进行人工呼吸。做开胸手术，沿胸骨正中剪开皮肤，紧贴胸骨左缘剪开第5、第4、第3、第2肋骨，用烧灼器烧灼止血，进入胸腔，调整人工呼吸机的潮气量到双侧肺脏膨起适度为止。用小拉钩拉开切口，打开心包膜，用眼科缝合针在左心室心尖处做一个荷包缝合圈，在准备好的心室导管口1cm处结扎一条短丝线，然后将与压力换能器连接好的导管直接插入心尖处的荷包缝合圈内，结扎荷包缝合线，并且与导管口上结扎线固定在一起，这样导管就不会从心尖处滑脱，即可记录出左心室内压和左心室内压变化速率的波形，见图9-41。 3. 指标及含义 心脏左心室内压及其变化速率，是反映和评价左心室收缩功能与舒张功能的重要指标。经颈总动脉插管或者经左心室心尖部插管到达左心室的方法，可以获得如下指标:左心室收缩压(left ventricular systolic pressure, LVSP)、左心室舒张压(left ventricular diastolic pressure, LVDP)、左心室舒张末压(left ventricular end-diastolic pressure, LVEDP)，左心室内压最大上升速率(+dp/dtmax)、左心室内压最大下降速率(-dp/dtmax)、心率(heart rate, HR)。还可以获得动脉血压(BP)的指标，包括动脉收缩压(systolic blood pressure, SBP)、动脉舒张压(diastolic blood pressure, DBP)和平均动脉压(mean blood pressure, MBP)。在这些指标中，左心室收缩压、左心室内压最大上升速率，主要反映左心室的收缩功能;左心室舒张压(LVDP)、左心室舒张末压(LVEDP)和左心室内压最大下降速率，主要反映左心室的舒张功能。 4. 注意事项 经颈总动脉插管，导管口一定不要太尖，尤其是选用大鼠做实验时，否则容易插破血管壁，发生大出血。插管前用液体石蜡涂抹插管的外壁，这样阻力小，容易将导管送入左心室。此外，在插管过程中，如果原来波幅较大的血压波形，突然变小或者成为一条直线，可能是导管口抵在了动脉血管壁上，或者是抵在了主动脉瓣膜上，这时应该轻轻后退一点导管，或者转动一下导管方向，使原来的血压波形出现后再继续送入即可进入左心室。切记没有血压波形显示时，不要硬行送下，这样容易插破血管壁。而采用经左心室心尖部插管时，导管口一定要尖，这样才容易穿透左心室壁，进入左心室腔内。 五、麻醉家兔、大鼠右室内压的测定 心脏右心室内压(right ventricular pressure, RVP)的变化，主要反映右心室的收缩与舒张功能。右心室收缩与舒张功能的改变受到两个方面因素的影响，一是右心室心肌自身收缩、舒张性能的改变，二是肺循环内压力的变化，比如肺动脉高压(pulmonary hypertension)时。一般情况下，是用特制的塑料导管，从右侧颈外静脉插入，送到上腔静脉，进入右心房，再进入右心室，进行右心室内压的测定，这一测量方法有一定的难度。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液，1%普鲁卡因注射液，0.3%肝素生理盐水注射液，常用实验器械一套，家兔或者大鼠 实验台一个，压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。用于家兔或者大鼠、比较柔软的塑料导管(家兔用导管外径为2mm，内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm，内径为0.8mm)，经过特殊的加工处理，使导管的 管头部分有一定的弯度(图9-42)。 2. 实验方法步骤 取大鼠一只，称体重200~250g左右，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤，分离右侧皮下组织，即可以看到颈外静脉。用眼科镊轻巧地分离出长度约为1cm左右的静脉血管，分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将塑料导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液，排走气泡，将记录仪显示的压力量程调节到0,50mmHg的范围。然后先将颈外静脉远心端结扎，轻轻提起近心端手术线，在远心端结扎处的静脉壁上用眼科剪刀以45?角度剪口，将特制的塑料导管插入颈外静脉，用近心端手术线结扎血管及导管，但是不要太紧，使导管可以继续插入。在记录仪上观察静脉压力的波形。继续缓慢地将导管送入，就可以到达右心房，看到右心房内压力的波形，幅度约0,5mmHg左右。在导管从右心房进入右心室时，由于管头部分弯度的合适程度不同，有时候很容易进入右心室，看到与右心房内压力波形完全不同的右心室内压力波形，幅度范围在0,25mmHg左右，见图9-43。有时候则很难进入右心室，需要多试几次才行。 3. 指标及含义 由于右心室与肺循环密切相关，因此多数情况下，右心室内压(RVP)的变化，主要用来反映和评价肺循环功能的变化。比如肺源性心脏病患者，就是由于长期、慢性的肺部疾患，引起肺动脉压力增高，累及右心室压力也增高，当受累严重到右心失去代偿能力时，还可以发生心力衰竭。因此右心室压力的变化，是反映和评价肺循环功能变化的重要指标。 4. 注意事项 从右侧颈外静脉插管到达右心室，进行右心室内压测定的方法，导管管头部分适当的弯度是非常重要的一个环节。弯度小了，导管容易在右心房内滑入下腔静脉;而弯度太大时，导管可能会在右心房内 打圈而不能进入右心室。 六、麻醉家兔、大鼠肺动脉压的测定 肺动脉压(pulmonary artery pressure PAP)的变化，主要反映肺循环及肺功能的变化，还可以间接地反映左心功能的变化。比如肺部疾患时，肺毛细血管内压改变，引起肺动脉压力改变。另外临床上还通过测量肺动脉毛细血管内压，又称为肺动脉楔压(pulmonary artery wedge pressure, PAWP)，来观察左心功能的情况。这一方法操作过程是在右心室内压测量方法的基础上进行的。依然是用特制的塑料导管，从右侧颈外静脉插入，送到上腔静脉，进入右心房、进入右心室，再进入肺动脉，进行肺动脉压的测定。因为插管要进入右心房、右心室，再进入肺动脉，因此这一测量方法有一定的难度。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液，1%普鲁卡因注射液，0.3%肝素生理盐水注射液，常用实验器械一套，家兔或者大鼠实验台一个，压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。用于家兔或者大鼠、比较柔软的塑料导管(家兔用导管外径为2mm，内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm，内径为0.8mm)，经过特殊的加工处理，使插管的管头部分有一定的弯度。 2. 实验方法与步骤(以大鼠为例) 取大鼠一只，称体重200,250g左右，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，颈部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤，分离右侧皮下组织，即可以看到颈外静脉。用眼科镊轻巧地分离出长度约为1cm左右的静脉血管，分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将塑料导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液，排走气泡，将记录仪显示的压力量程调节到0,50mmHg的范围。然后先将颈外静脉远心端结扎，轻轻提起近心端手术线，在远心端结扎处的静脉壁上用眼科剪刀以45?角度剪口，将特制的塑料导管插入颈外静脉，用近心端手术线结扎血管及导管，但是不要太紧，使导管可以继续插入，在记录仪上观察静脉压力的波形。继续缓慢地将导管送入，就可以到达右心房，看到右心房内压力的波形，幅度约0,5mmHg左右。继续插管到右心室，出现右心室内压力波形，幅度范围在0,25mmHg左右，见图9-44(a)。再继续插管，就可以进入肺动脉，出现肺动脉压波形，收缩压高度与右心室内压高度相同，舒张压高度在10,15mmHg左右，见图9-44(b)。 3. 指标及含义 肺动脉压的变化，主要反映肺循环及肺功能的变化，是评价肺功能的一个重要指标。其次由于肺循环与左心房密切相关，临床上经常采用通过测量肺动脉楔状压的变化，监测左心房压力的变化，间接地反映左心功能的情况，因此也是评价左心功能的一个重要指标。 4. 注意事项 从右侧颈外静脉插管到达右心房，进入右心室，再进入肺动脉，进行肺动脉压测定的方法，导管管头部分适当的弯度依然是非常重要的一个环节。弯度小了，导管容易在右心房内滑入下腔静脉;而弯度太大时，导管可能会在右心房内或者在右心室内打圈而不能进入肺动脉内。 七、麻醉家兔、大鼠心电图的测定 心电图是反映心脏电活动变化的图形，经常用到的是体表心电图(electrocardiogram，ECG)。体表心电图是通过导联线与四肢电极、胸电极连接采集的心电信号。有两种记录方式:全导联心电图记录和标准?导联心电图记录。全导联心电图记录包括标准肢体导联、加压肢体导联、胸导联共12个记录，多用于临床检测、评价心脏疾病的情况。而标准?导联心电图记录经常用于实验过程中对心律变化进行监测或者复制心肌缺血模型时的监测。一般情况下，动物实验心电图只连接四肢电极，分别是:右上肢红色，左上肢黄色，左下肢绿色，右下肢黑色，记录标准肢体导联?、?、?和加压肢体导联aVL、aVR、aVF六个心电图形。标准?导联心电图只记录导联?的图形。 1. 实验动物与器材 家兔，体重为2kg左右;大鼠，体重为200,250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液，心电图仪或者多通道生理信号采集记录仪器。 2. 实验方法与步骤 取家兔一只，称体重，采用经耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg，或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg的麻醉方法，注射速度不要太快。待动物被麻醉后，将其固定在实验台上，按照右上肢红色，左上肢黄色，左下肢绿色，右下肢黑色的连接方式，将电极针插入动物四肢的皮下，连接好导联线，即可进行心电图的记录。 3. 指标及含义 从心电图上获得的指标主要有:P波的幅度，QRS波的时间，P-R间期的时间，R-R间期的时间，S-T段的变化，T波的变化等。P波代表心房的电活动，QRS波代表心室的电活动，P-R间期反映兴奋从心房到心室传导的情况，R-R间期反映心率的变化和节律是否整齐，S-T段的变化多反映心肌供血的情况，T波反映心室复极化的情况。 4. 注意事项 心电图的采集、记录，尤其是进行动物实验，四肢电极的放置是十分重要的。一定要将电极 针插到四肢的皮下，因为如果插入肌肉，就会有肌电的干扰，影响心电图的记录。另外，记录心电图时，心电 图机或者记录仪器都要有较好的地线连接，否则会有其他电信号的干扰。 思 考 题 1. 医学实验动物的定义是什么, 2( 实验动物的品系按遗传学应分哪几类, 3. 什么是实验动物的“3R”原则, 4( 选择实验动物应注意哪些原则, 5( 简述小白鼠的捉拿方法。 6( 实验动物一般可用几种方法麻醉, 7( 实验动物的给药途径有哪些, 8( 止血是手术操作中的重要环节，请问采用哪些方法可减少手术出血, 9( 在对家兔的实验中，出现什么情况就可采取急救措施,简述急救的方法。