一、缺氧模型的实验性复制

一、缺氧模型的实验性复制 病理生理学实习指导 一、缺氧模型的实验性复制 ?目的与原理 通过给动物低氧环境，影响Hb的带氧能力及使组织不能利用氧等方法，复制不同类型缺氧模型，经呼吸、机能状态、皮肤粘膜颜色等指标，显示了其不同症状与特征，同时对复制模型的方法及原理又有大概的了解，有利于深入和研究各缺氧症的发生、发展和转归的规律。 ?实验对象 小白鼠。 ?器材与药品 缺氧瓶(装有管道瓶塞的250ml广口瓶)，酒精灯，一氧化碳发生器，1ml注射器，5ml和2ml刻度吸管，粗天平(附砝码)，剪刀，普通镊。 钠石灰(氢氧化钠、氧化钙)，甲酸，浓硫酸，0.125%氰化钾溶液，1%亚硝酸钠溶液，10%硫代硫酸钠溶液。 ?步骤与观察 表 关于同志近三年现实表现材料材料类招标技术评分表图表与交易pdf视力表打印pdf用图表说话 pdf 观察指标 8-3-1 呼 吸 机能状态 皮肤粘膜颜色 型 (频率、幅度) (活动度) 类 –––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––– 低张性缺氧 一氧化碳中毒 氰 化 钾中毒 ?低氧性缺氧 ?将小白鼠至于250ml广口瓶(内装钠石灰吸收二氧化碳)中观察上述指标。 ?将瓶塞紧，同时记录时间，每5min重复观察上述指标一次(如有变化则随时记录)直到动物死亡为止。 ?一氧化碳中毒性缺氧 ?如图8-3-1装好一氧化碳发生装置。 ?将小白鼠一只放入瓶中，观察上述指标。 ?取甲酸3ml放入试管内，加入浓硫酸2ml，塞紧。如气泡产生较少，可用酒精灯加热，加速一氧化碳的产生(但不可过热以至液体连续沸腾，因一氧化碳产生过快，动物迅速死亡，血液颜色改变不明显)。 ?在整个过程中，注意观察上述指标。 (注):一氧化碳产生原理: HSO 24 HCOOH CO?+HO 2 ? ?氰化钾中毒性缺氧 -1?称小白鼠体重，观察上述指标，预先准备1%亚硝酸钠及10%硫代硫酸钠各10ml?Kg，以备急救用。 图8-3-1 一氧化碳发生装置 -1?腹腔注射0.125%氰化钾9ml?Kg，立即观察上述指标。 待小白鼠出现共济失调或竖尾时，将准备好的急救药注入腹腔。 ? ?重复步骤?，不予抢救。 ?将三种缺氧实验动物尸体打开腹腔，比较血液或肝脏颜色。 附:硫代硫酸钠(NaSO)及亚硝酸钠(NaNO)急救机制 2232 NaSO是一种氧化剂，能使血红蛋白氧化成高铁血红蛋白，后者与氰酸根结合成氰化223 高铁血红蛋白，使细胞色素氧化酶解脱出来，从而恢复细胞的生物氧化功能。 NaSO在体内S与HCN结合变成无毒性的HCNS由肾脏排出。 223 NaSO+CO+HO NaHCO+NaHSO+S 2232233 HCN+S HCNS 硫氰酸酶(肝) ?注意事项 吸取硫酸与甲酸时，注意不要溅到衣服或皮肤上。CO中毒实验完毕后，及时处理CO 发生器内的残余物。 ?思考题 注射亚硝酸盐，所观察指标有改变，为什么, 二、呼吸功能衰竭 ?目的与原理 本实验通过复制呼吸功能衰竭的病理模型，观察血气和呼吸的变化，并 分析 定性数据统计分析pdf销售业绩分析模板建筑结构震害分析销售进度分析表京东商城竞争战略分析 其机制。 呼吸功能包括外呼吸、内呼吸和气体运输功能。呼吸衰竭指的是由于外呼吸功能严重障碍，以致动脉血氧分压低于正常范围的病理过程。肺通气障碍或,和肺换气功能障碍都可导致呼吸功能衰竭。 ?实验对象 健康成年兔。 ?器材与药品 兔手术台，哺乳动物手术器械一套，连接三通的动脉插管，二道生理记录仪，张力换能器，血气分析仪，输液装置。 -320%氨基甲酸乙酯溶液，1%肝素生理盐水，生理盐水，10肾上腺素。 ?步骤与观察 -1 ?麻醉与固定 取兔一只，称重，从耳缘静脉按5 ml?kg注射20%氨基甲酸乙酯溶液。麻醉后将兔仰卧位固定于兔台上。 ?颈部手术 剪去颈部被毛，切开皮肤，分离皮下组织，作气管插管，再分离左侧颈总动脉，作动脉插管(插管内充满肝素生理盐水)。分离右侧颈外静脉，作静脉插管，并与输液装置相连，缓慢输入生理盐水。 ?血气分析 用2ml注射器先抽取少许肝素，润湿注射器壁后推出，使注射器死腔和针头内充满肝素溶液，然后略松支动脉夹放血注许，冲去动脉插管内的肝素生理盐水，再用肝素处理过的注射器与动脉插管相连，让血液自动流入注射器内(切勿进入气泡)，取血,ml，采血后迅速套上带软木塞的针头，作血气分析。 ?呼吸运动的描记 将张力换能器上的挂钩钩在兔剑突部位的皮肤上，调节挂钩与换能器敏感梁之间的牵引线，使张力适中，且牵引线须垂直。将换能器与二道生理记录仪连接好。 二道生理记录仪的―时间常数‖置于DC，―滤波‖置于10Hz，灵敏度5mV/cm，走纸速度1mm/s。描记一段正常呼吸曲线。 ?复制窒息 用弹簧夹将气管插管上所套橡皮管完全夹住，使动物处于完全窒息状态30s，取动脉血作血气分析并观察呼吸变化。 立即放开弹簧夹，等10min，待动物恢复正常。 ?复制气胸 于兔右胸第4~5肋间插入一16号针头造成右侧气胸，5min~10min时取动脉血作血气分析，同时观察呼吸变化。 用50ml注射器将胸腔内空气抽尽，拔出针头，等10min~20min,待动物呼吸恢复正常。 -1 ?复制肺水肿 从颈外静脉快速(180滴~200滴,min)输入生理盐水(100ml?kg)， -1滴注接近完毕时，立即向输液瓶内加入0.1%肾上腺素 0.9ml?kg，输完全部液体，观察呼吸的变化，并作血气分析。 动物出现明显的血气变化及呼吸变化后，用止血钳夹住气管，处死动物，打开胸腔，在气管分叉处结扎气管以防止水肿液流出，在结扎处以上切断气管，小心将心脏及其血管分离，取出肺脏后用滤纸吸净肺表面，称重，计算肺系数。正常肺系数为,~,。 肺系数 , 体重(kg)肺重量(,) 观察肺脏体积、颜色的改变，并切开肺脏，观察有无泡沫样的 液体流出。 ?注意事项 ?取动脉血切忌与空气接触，如针管内有小气泡要立即排除。 ?复制气胸后一定将胸腔内空气完全抽出。 ?取肺脏时应避免损伤肺组织，并尽量减少对肺组织的挤压。 ?思考题 ?实验中复制肺水肿的机制是什么, ? 实验中由气管插管中流出大量液体，而肺系数值增大并不明显应考虑哪些因素, 附1:实验性肺水肿的其它复制方法 ?抬高兔台头端，用2ml注射器吸取10%葡萄糖溶液1ml~2ml，将针头插入缺管插管分叉处，缓慢注入气管，造成渗透性肺水肿，5min~10min后放平兔台，取动脉血作血气分析，并观察呼吸的变化。 ?从耳缘静脉缓慢注入液体石蜡1ml或油酸0.06ml~0.08ml(用前经水浴加热至37?左右)，观察呼吸的变化，于注射后20min和40min时分别取血作血气分析。 三、急性右心衰竭病理模型制备 ?目的与原理 本实验 要求 对教师党员的评价套管和固井爆破片与爆破装置仓库管理基本要求三甲医院都需要复审吗 掌握急性右心衰竭模型的制备方法。观察复制过程中机体出现的表现，理解 其发生机制。由耳缘静脉缓慢注入栓塞剂，经静脉回流至肺脏，并栓塞在肺循环，引起 肺动脉高压，即右心室后负荷增加。如再输入大量生理盐水，使回心血量大大增加，则 在后负荷增加的基础上，又增加了前负荷，右心功能则急剧衰竭，症状加重，甚至有腹 水，直至动物死亡。 ?实验对象 健康成年兔，2.5kg以上。 ?器材与药品 兔手术台，哺乳动物手术器械，中心静脉压测定装置，呼吸描记装置，心室插管，听诊器，注射器(20ml，5ml，1ml)，二道生理记录仪与电刺激器(或MS302-PC型生物信号处理系统)。 20%氨基甲酸乙酯溶液，生理盐水，液体石蜡，2.5%尼可刹米，肝素溶液。 ?步骤与观察 二道生理记录仪 ?兔称重、麻醉固定，二道生理记录仪参数见附1。 ?颈部剪毛，作正中切口，钝性分离颈部组织，作左侧颈总动脉插管(连接动脉压换能器)与气管插管(连接玛俐氏气鼓，并调节好玛俐氏气鼓与张力换能器的距离)。 ?右侧颈外静脉插入导管至右心房或右心房口(5cm左右)。通过输液管连上输液瓶和中心静脉压检压计，先使导管与输液瓶相通，保持静脉插管通畅。或有多导仪实验组用经右侧颈外静脉插入心室插管至右心室(7cm左右)，插管的同时开动多导仪描记压力曲线以观察是否插入了右心室，。此组输液从耳缘静脉处。 ?观察记录各项生理指标、心率、心音强度、肺部听诊(有无异常呼吸音)、动脉血压、中心静脉压(见附2)或右心室内压(包括收缩与舒张期压力)、循环时间(由耳缘静脉注 -1射尼可刹米0.2ml?Kg，作标记，然后测量从标记到呼吸加深加快这段距离，根据走纸速度计算时间，即循环时间。 -1?用2ml注射器吸取液体石蜡，按0.5ml?Kg由耳缘静脉缓慢注射，同时密切观察中心静脉压(或右心室内压)、血压的变化。如前者升高或后者下降则终止注射。 ?复测记录4各项指标。 ?待血压、呼吸稳定后，以60滴/min的速度输入生理盐水，直至血压降到8 kPa以下。 ?复测记录4各项指标。 ?动物死亡后，剖开胸、腹腔(注意不要损伤脏器与大血管)，观察有无胸、腹水、肠系膜血管充盈与脏器水肿。 ?注意事项 1(液体石蜡注入速度要慢，否则易引起急性肺栓塞，很快死亡。 2(外加因素或试剂时均要做标记。 3(输入生理盐水过程中可适当加注些液体石蜡。 4(测量动脉血压、中心静脉压每次要观察与记录实验因素前与实验因素之后的数值。 ?思考题 本右心衰竭模型机体可出现哪几型缺氧表现,其机制是什么, 四、失血性休克 ?实验目的 1.复制兔失血性休克模型。 2.观察兔在失血性休克时的表现及微循环变化。 3.抢救失血性休克。 4.探讨失血性休克的发生机制。 ?实验对象 健康成年兔，体重2.5,3.0kg。 ?器材与药品 手术器械(手术刀，止血钳，眼科剪，眼科镊，手术镊等)，输血输液装置，中心静脉压测试装置，微循环观察装置，气管插管，动脉套管，静脉导管，输尿管导管，记滴器，温度计，注射器(1ml，10ml，50ml)。 20,氨基甲酸乙酯溶液，生理盐水，微循环灌流液，0.3%肝素溶液。 ?步骤与观察 ?取兔一只，称重后耳缘静脉麻醉。 ?将麻醉的兔仰卧位固定在兔台上，行气管插管术、左侧颈总动脉和右侧颈外静脉插管术。 -1 ?经耳缘静脉注入0.3%肝素溶液(2 ml?kg) ?将气管插管与呼吸描记装置连接。 ?将动脉插管接上三通管，一侧与血压描记装置连接描记血压，另一侧连上放有肝素(约0.1g)的50ml注射器，并暂时夹闭导管，以备放血用。 6.将颈外静脉插管连接水减压计的细塑料导管(导管内充满含肝素生理盐水)。导管的外端用三通管连上输液瓶和水减压计，用以测中心静脉压和输液。在测压前，阻断减压计侧管， 使导管与输液瓶相通， 缓慢输入生理盐水(5滴~10滴,min)，保持静脉通畅。 7.行输尿管插管术。用记滴器记录每分钟排尿的滴数。 8.在右侧腹直肌外缘作长6cm纵行的中腹部切口，钝性分离肌肉，打开腹腔后，推开大网膜，找出一段游离度较大的小肠肠袢，轻轻从腹腔拉出，放置在微循环恒温灌流盒内，用显微镜观察肠系膜的微循环。 9.放血前观察动物的各项生理指标，包括一般情况、皮肤粘膜颜色、肛温、血压、呼吸、心率(快放记录纸)、中心静脉压、尿量、肠系膜微循环等，并作记录。 附:中心静脉压的测量方法 ?从颈外静脉插入静脉导管，应插到上腔静脉入右心房入口处(相当于锁骨下1cm~2cm)，插入导管长度为5cm~8cm，并经三通管与输瓶和水检计相连。 ?测压前使输液瓶内生理盐水灌满水检压计，检压计"0"点刻度与心脏水平一致。 ?测压时应阻断与输液瓶相通的侧管，使水检压计与静脉导管相通，观察水检压计内液面逐渐下降到某一刻度时不再下降，此时液面随呼吸上下波动，读取此时的液面刻度，即中心静脉压。 ?测完压力后，再使检压计内充满生理盐水，然后阻断与检压计相通的侧管，使输液瓶与静脉道管相通，维持慢速输液(5滴~10滴,min)，维持道管通畅。 附:肠系膜微循环的观察 ?向恒温水浴灌流盒内注入38?的灌流液(台氏液加入1%明胶配成)。 ?选择一段游离度大的小肠袢，从腹腔内拉出后放入恒温灌流盒的水浴槽内，使肠系膜均匀地平铺在有机玻璃凸形观察环上，压上固定板，调整灌流盒的液面，使液面刚覆盖过肠 系膜，用透射光源或侧射光源在生物显微镜下观察。 ?在镜下选好视野，分清肠系膜各种血管，包括动脉、静脉和毛细血管(仅能通过一个红细胞的血管)。观察血流速度，血管口径(可用测微器测定)及视野下某一固定区域内毛细血管管袢数目，找出标记血管，以便固定视野作动态的前后比较，也可用显微镜电视进行动态观察。 10.打开颈总动脉插管与注射器相连的侧管，使血液从颈总动脉流入注射器内，一直放血至血压降到5.3kPa(40mmHg)时，调节注射期内放出的血量，使血压稳定在低水平上。 11.使血压维持在5.3kPa15~25min，观察注射器中血量的增减，失血期间动物各项生理指标(同步骤9)改变，以及肠系膜微循环改变。 12.停止放血，将注射器内的血液注入输液瓶内，快速从静脉输回原血和失血量等量的生理盐水(50滴,min)进行抢救，输血、输液再复查动物的一般情况及各项生理指标和微循环是否恢复正常。可根据休克的病理生理改变，自行设计抢救 方案 气瓶 现场处置方案 .pdf气瓶 现场处置方案 .doc见习基地管理方案.doc关于群访事件的化解方案建筑工地扬尘治理专项方案下载 ，再观察抢救效果。 ?注意事项 1.麻醉要深浅适度，以免因疼痛刺激导致神经源性休克。 2.尽量减少手术出血。 3.牵拉肠袢要轻，以免引起创伤性休克。 4.动脉套管和注射器中，操作前应加一定量的肝素。静脉导管一经插入，应立即缓慢滴注生理盐水。 5.本实验因手术较多，宜几个人分工协作，以保证实验成功率。 ?思考题 1.兔失血性休克模型怎样制备, 2.失血性休克时兔有哪些表现,微循环有什么变化, 3.失血性休克发生主要机制是什么, 五、肝性脑病 【实验目的】 1、掌握氨中毒复制肝性脑病动物模型的方法。 2、探讨氨在肝性脑病发生机制中的作用。 【实验原理】 肝性脑病是继发于严重肝病的神经精神综合征。有关肝性脑病的发病机制有很多学说，其中之一是氨中毒学说。该学说认为由于肝细胞严重受损，使血氨生成增多而清除不足时，可使血氨增高。增多的血氨通过血脑屏障进入脑组织，通过干扰脑的能量代谢，使脑内神经递质发生改变以及抑制神经细胞膜等作用，引起脑的功能障碍，病人从而出现相应的症状和体征。本实验通过肝大部分结扎的方法，人为地阻断肝脏的血流，造成肝细胞功能急性损伤，在此基础上再经消化道输注复方氯化铵溶液，使血氨水平明显升高，从而出现抽搐、昏迷等类似肝性脑病的临床症状。 【实验对象】 家兔 【器械与药品】 常规手术器械，兔固定台， 50ml 注射器，细导尿管，棉线 1% 普鲁卡因，复方氯化铵溶液(含 2.5% 氯化铵， 1.5% 碳酸氢钠， 5% 葡萄糖)，生理盐水 【步骤与方法】 1、取家兔一只，称重后仰卧位固定在兔台上，剪去腹部正中的被毛，沿上腹部中线用 1% 普鲁卡因做局部浸润麻醉。 2、自胸骨剑突下，沿腹正中线作一长约6~8cm 左右的切口，分层局麻，钝性分离皮下组织，沿腹白线剪开腹壁，打开腹腔，暴露肝脏。用左手指腹向下轻压肝脏膈面，可见在肝与膈肌之间有一薄而透明、呈三角形的镰状韧带，小心将其剪断，以增加肝脏的游离度。观察正常的肝脏颜色，探查家兔肝脏的叶数。 3、急性肝功能不全动物模型的制备——肝大部结扎:棉线用生理盐水浸湿后，沿肝左外叶、左中叶、右中叶和方形叶之根部围绕一周并结扎，以阻断大部分肝血流，造成家兔急性肝功能不全。由于右外叶和尾状叶之间门脉血管为独立分支，不会同时被结扎，因而得以保留。待上述肝叶变成暗褐色后用眼科剪在已结扎的肝叶上剪一小口，如无明显渗血，说明肝大部结扎成功，否则就要重新结扎。4、十二指肠插管:沿胃幽门向下找出一段十二指肠，在肠管下方血管稀疏处，用止血钳穿透肠系膜并穿两根线备用。用眼科剪在肠壁上剪一小口，将细导尿管顺远胃端方向插入肠腔约 6cm，直接连肠管一起结扎固定，防止插管脱落。近胃端也应用线结扎，以防胃内容物流出。然后将肠送回腹腔内，细导尿管另一端置于腹腔之外，用止血钳夹住腹壁，关闭腹腔。 5、观察、记录家兔的一般情况、呼吸、角膜反射、四肢肌张力及对刺激(敲打兔台或用针刺)的反应。 6、制备肝性脑病动物模型:用注射器每间隔 5 分钟向十二指肠插管注入复方氯化铵溶液 5ml ，仔细观察家兔呼吸、肌张力等指标的变化，当出现全身性抽搐时停止注射。停止注射。记录出现痉挛的时间和所灌注复方氯化铵溶液总量，并计算每公斤体重的用量(kg/ml)。 7、对照组:另取家兔一只，称重后固定于兔台上，腹部正中切口，打开腹腔，行肝大部结扎及十二指肠插管，术后每隔 5 分钟向十二指肠内注入 5ml 生理盐水，观察动物有无异常，并与注入复方氯化铵溶液的实验家兔进行比较分析。 【注意事项】 1、游离肝脏和剪破镰状韧带的动作应准确、轻柔，以免肝叶破裂出血和损伤膈肌造成气胸;结扎肝叶应尽量靠近根部肝门处，以防拦腰结扎肝叶造成出血;结扎线松紧要适度，过紧可 能造成肝叶撕裂而出血，过松达不到阻断血流的目的。 2、十二指肠插管要插入一定深度，必须牢固固定，因家兔并为全身麻醉，以防实验中家兔挣扎或剧烈抽搐时插管滑脱，复方氯化铵溶液漏入腹腔。 3、关闭腹腔前，检查液体注入管道是否通畅，有无渗漏。(先推注5ml后再关闭腹腔) 4、动物经输入一定量氯化铵后，一般会出现抽搐，但由于动物未做全身麻醉，实验期间可能出现挣扎，误判为抽搐。故实验中要注意与氨中毒抽搐的鉴别。 【思考题】 1、从肠道注入复方氯化铵溶液为什么可使家兔的血氨升高, 2、灌注复方氯化铵溶液后，家兔的呼吸如何变化,如何解释这些变化, 3、家兔氨中毒后，发生昏迷的机理是什么, 4、给家兔体内注入复方氯化铵溶液后,家兔出现痉挛的机制是什么, 5、肠道灌注生理盐水的家兔是否出现异常表现,其实验结果有何意义, 6、为什么本实验注入的是复方氯化铵制剂, 7、你对本实验的实验设计思路、方法与步骤安排及救治原理设计等，有什么更好的想法与建议, 六、高钾血症 【实验目的】 1、掌握家兔高钾血症模型的复制方法; 2、观察高钾血症家兔心电图变化的特征; 3、了解血钾升高后，对心肌细胞的毒性作用; 4、通过实验进一步了解高钾血症产生的原因、机理和抢救 措施 《全国民用建筑工程设计技术措施》规划•建筑•景观全国民用建筑工程设计技术措施》规划•建筑•景观软件质量保证措施下载工地伤害及预防措施下载关于贯彻落实的具体措施 ，并比较各抢救治疗方案的效果。 【实验原理】 血钾浓度升高可对心肌细胞产生毒性作用，干扰正常心肌细胞的电生理活动，引发多种心律失常，尤其是心室纤颤和心跳骤停。本实验旨 在通过静脉给钾，复制高血钾症，通过观测心电图变化，了解高血钾症对心脏的影响。 【实验对象】家兔(雌雄不限) 【器材与药品】 20,乌拉坦，生理盐水，5,及10,氯化钾生理盐水溶液，4,碳酸氢钠溶液，5,氯化钙溶液，30,葡萄糖溶液 婴儿秤，兔手术台，BL—410生物实验系统多媒体，心电针形电极，输液装置一套，手术器械一套，气管插管,5ml、10ml、20ml注射器。 【步骤与方法】 l、称重、麻醉和固定动物 家兔称重后，经耳缘静脉缓慢推注20,乌拉坦(5ml,kg))行全身麻醉，仰卧位固定于兔台上。 2、心电描记:标II导联导线连接的方法:在动物四肢远端显露部位分别用金属注射针头刺入皮下(不能刺入肌肉，以防止肌颤的干扰)，进针约2cm。按右前肢(白)，右后肢(黑)，左后肢(红)的顺序联接，电极另一端连接计算机的任一通道。 打开BL(410系统，在―输入信号‖菜单中相应通道选中―心电‖，启动实验，描记实验前正常心电图，观察心电波形:区分P、QRS主波波群以及T波。观察记录输入氯化钾前的心电。观察过程中，做好标记，如:―正常‖、―注射5,KCI第一次‖等，以便于比较分析。 3、颈部手术:(1)气管切开术;(2)颈外静脉插管术:缓慢输入生理盐水，(5,10滴,min)，以保持管道通畅 4、高钾血症的复制(耳缘静脉推注法)以lml,min速度经耳缘静脉缓慢推注5,氯化钾溶液lml,kg，间隔5分钟再推注同等剂量氯化钾共3次。然后每间隔5min推注10,氯化钾溶液1ml,kg共3次。注射氯化钾的过程中，注意观察心电图波形的变化规律。观察到高血钾的心电图异常改变(高尖T波，P波低平、增宽，QRS波群低压变宽，出现心室扑动或颤动)后，立即停止注射，并开始实施抢救措施。 5、高钾血症的抢救在滴注氯化钾生理盐水溶液之前，必须选择和准备好抢救药物，包括:(1)单独用30,葡萄糖溶液静脉缓慢滴注;(2)4,碳酸氢钠5ml,kg快速静脉滴注，严重者可缓慢静脉注射;(3)5,氯化钙2 ml,kg缓慢静脉推注。 事先选择好耳缘静脉输注通道，在心电图出现典型高血钾改变后立即实施抢救，通过耳缘静脉快速注入抢救药物。如果10秒内无法输入抢救药物，救治效果欠佳。实施各项抢救项目，同时观察心电图恢复状态。 6、致死作用观察 当心电图基本恢复正常后，迅速打开胸腔，暴露心脏，肉眼直接观察心脏活动情况。静脉推注致死剂量的10,氯化钾(3ml,kg)，边注射边观察心电波形的改变，出现室颤或成一直线时停止注射，观察心室纤颤及心脏停搏时的状态。 【实验结果记录】 心电图变化特点 注射前 注入KCl 严重心律失常 4%NaHCO溶 3 液 抢救 5%CaCl溶液 2 30%葡萄糖溶 液 10%KCl致死作用观察 【注意事项】 1、动物麻醉深浅要适度，麻醉过深易抑制呼吸，过浅时动物疼痛则易引起肌肉颤动，对心电图记录造成干扰。 2、保持静脉导管的通畅，确保各种液体能及时，准确地输入。 3、针型电极剌入部位要对称，位于皮下，导线避免纵横交错，实验台上的液体要及时擦拭干净。由于动物的个体差异，有时T波会融合在ST段中而不呈现正向波，很难观察到典型的高尖T波，需要更换动物。若记录心电图时出现干扰信号，应及时找出原因并排出干扰。 4、严格控制推注KCI溶液的浓度、速度，必须缓慢、匀速推注，要随时观察各项指标的变化。当各项指标急剧变化时，应减慢速度。如发现动物突然挣扎或呼吸急促，要立即停止注射。防止滴入速度太快导致动物突然发生心室纤颤而死亡，动物对注入氯化钾溶液耐受性有个体差异，有的动物需注入较多的氯化钾才出现异常心电图改变，遇到这种情况时，应适当调整注入氯化钾的浓度和间隔时间。 5、电极用毕用75%酒精擦净，以保持良好的导电状态。 【讨论思考题】 l、血钾升高会出现哪些心电图变化?发生机制是什么?用相关理论加以说明。 2、分析你所选择的药物抢救高钾血症的机制。它们是否都能降低血钾的浓度? 3、严重高钾血症使心脏停搏在何种状态?为什么?