精子形态学分析

精子形态学 分析 定性数据统计分析pdf销售业绩分析模板建筑结构震害分析销售进度分析表京东商城竞争战略分析 精子形态学分析 正常形态精子百分率是评价精子受精能力的重要指标之一。 目前， 用于精子形态学分析 的染色方法有:改良巴氏染色法、苏木精-伊红(HE)染色法、瑞氏染色法、瑞-吉氏染色法、 Diff-Quik 染色法和 Shorr 染色法。 1 涂片的制备 一般用新鲜的液化精液或生理盐水洗涤过的精子悬液进行涂片，通常每份标本涂双份片子， 以备染色或操作出问题。载玻片应洁净，可用 70%酒精洗涤并干燥后使用;涂片的厚薄应 根据精子密度而定，精子密度高者涂片应薄些，而精子密度低者涂片应尽可能厚些。涂片的 方法有多种，WHO 推荐的方法有拉薄技术和滴管法，拉薄技术即用另一张载玻片的边缘拖 拉载玻片上的一滴精液; 滴管法即水平持滴管使一滴精液沿载玻片的 表 关于同志近三年现实表现材料材料类招标技术评分表图表与交易pdf视力表打印pdf用图表说话 pdf 面展开。 由于精液有 一定粘稠度，这两种方法都很难涂成均匀的涂片。可建议用以下方法涂片:用滴管将一滴精 液置于载玻片上，然后从液滴中央向周围循环吸净多余的精液，注意滴管的头要平整，滴管 与载玻片垂直，缓慢吸去多余的液体。低密度、粘稠的、或充满碎屑的标本，建议先离心去 除精浆，沉淀的精子团重新悬浮在适当体积中，以获得尽可能高的密度，但不应超过 80×106/ml。正常精子密度且液化良好的精液标本亦可以洗涤后用精子悬液进行涂片，但离 心操作对精子形态分析有无影响，尚需要进一步验证。 精子涂片可进行空气干燥并固定。固定程序取决于染色方法。 2 改良巴氏染色法 这是 WHO 手册推荐的方法。它可以使精子和其他细胞很好地染色，可使精子头部的顶体和 顶体后区、胞浆小滴、中段和尾部着色。染液中的俾士麦棕为盐基性染料，伊红、亮绿、橙 黄等为酸性染料，能与细胞中具有相反电荷的蛋白质结合，而染成各种不同的颜色，从而能 清楚地区分各种细胞成分。以往用巴氏染色法进行染色时，操作步骤繁琐，目前已有改良的 单一的巴氏染色液出售， 操作非常简单， 只需在自然干燥的精子涂片上滴加 1~2 滴巴氏染液， 染 15 分钟即可。流水冲洗后自然晾干，显微镜油镜下观察精子形态。 3 HE 染色 带正电荷的碱性染料苏木素能与细胞核中带负电荷的核酸结合而使核染成紫蓝色， 伊红为酸 性染料，能与细胞质中具有相反电荷的蛋白质结合，使胞质呈红色。HE 染色为医院病理科 的常用染色方法， 操作比较繁琐， 对于可以借助病理科染色的医疗单位可以选用此法对精子 进行染色。 4 瑞氏和瑞-吉氏染色法 瑞氏染料是由酸性染料伊红和碱性染料美蓝组成的复合染料， 细胞染色后可用于观察内部结 构;吉氏染料是由天青、伊红组成的染料， 天青对细胞核着色较好， 结构显示更清晰。因此， 瑞-吉氏染色法比瑞氏染色法效果稍好些，两种染液均可自行配制或购买，操作都比较简单。 ?瑞氏染液: 取瑞氏染料 0.1 g 放入清洁干燥的研钵中， 边加少量甲醇边磨至染料完全溶解， 加甲醇到 60 ml，倒入棕色瓶中，室温下放置 1 周以后即可用。?Giemsa 染液:取 Giemsa 染料 0.5 g， 置于 33 ml 甘油中， 60?水浴 2 小时， 使其溶解， 再加入 60?预热的甲醇 33 ml， 混匀后置棕色瓶中，室温下放置数周后方能使用(最好放置半年以上) 。?30.1 mol/L pH6.9 磷酸盐缓冲液:称取 NaH2PO42H2O 1.4 g、Na2HPO412H2O 3.94 g，加蒸馏水至 100 ml。 染色时， 将单独瑞氏染液或瑞氏?吉氏 (10?1) 混合染液滴加于精子涂片上， 静置 10 秒后， 滴加等量 pH6.9 磷酸盐缓冲液，染色 10 分钟后自来水冲洗，自然干燥，置于油镜下观察。 5 Shorr 染色法 精子涂片空气干燥后，用苏木精染色 1~2 分钟;流水浸洗后置 42?温水中蓝化 5 分钟(或 浸入乙醇铵中蓝化) ;Shorr 染剂(BDH Shorr 粉 4 g 溶于 220 ml 50%温乙醇中，冷却，加入 2.0 ml 冰醋酸，过滤即可)染 3~5 分钟;流水冲洗，晾干后镜检。 6 Diff-Quik 染色法 精子涂片先置于固定液(1.8 mg 二芳基甲烷加至 1 L 甲醇中而成)中固定 5 分钟;将玻片直 立于吸水纸上以去除多余的液体;将玻片在溶液 1(1 g 氧甲蒽加至 1 L 叠氮钠防腐液中) 中染色 10 秒钟，然后在溶液 2(0.625 g 天蓝 A 和 0.625 g 亚甲基蓝加至 1 L 缓冲液中)中 染色 5 秒钟，各步骤之间均除去多余的液体;在流水中浸洗 10~15 次以除去多余的染料;将 玻片垂直竖立以去除水分，使之完全干燥;显微镜下观察。 7 六种染色方法的评价 目前使用的精子形态学分析的 6 种方法，对精子头大小的影响不同，瑞-吉氏和瑞氏染色法 的精子头的长轴和短轴最高， 其次为 Diff-Quik 染色法， 它们均显著高于其他三种染色方法， 可能与精子头发生肿胀有关;巴氏染色法的精子头的长轴和短轴最低，而 HE 和 Shorr 染色 法的精子头长轴和短轴介于巴氏染色法和 Diff-Quik 染色法之间。不同染色方法对精子头大 小产生显著影响的原因尚不清楚，可能与不同化学物质的特性和不同染色液的渗透压等有 关。6 种精子染色方法的染色效果亦不同，Diff-Quik 和 Shorr 染色法可以很清楚地区分顶体 和核，其次为 HE 染色法，而巴氏、瑞氏和瑞-吉氏染色的精子顶体和核分界不很明显。基 于不同染色方法对精子头大小的影响、染色效果以及操作的简易与否，Diff-Quik 和 Shorr 染色法值得推荐。 目前，评估精子形态学的 标准 excel标准偏差excel标准偏差函数exl标准差函数国标检验抽样标准表免费下载红头文件格式标准下载 有:一般标准，正常生育男性精液中正常形态精子比例应大于 30%;严格标准，正常生育男性精液中正常形态精子比例应大于 10%。 在评估精子正常形态时，应采用严格标准。只有头、颈、中段和尾部都正常的精子才正常。 精子头的形状必须是椭圆形的。 考虑到固定和染色所致的轻度收缩， 精子头部长度为 4.0~5.0 m，宽为 2.5~3.5 m，长宽之比应在 1.50~1.75 之间。这些范围是巴氏染色精子头部测量值 的 95%可信区间范围。 顶体的界限应是清晰的， 占头部的 40%,70%。 中段应细， 宽度<1 m， 大约为头部长度的 1.5 倍，并且在轴线上紧贴头部。胞浆小滴应小于正常头部大小的一半。 尾部应是直的、均一的，比中段细，非卷曲的，其长约为 45 m。这个分类标准，要求将所 有形态学处于临界状态的精子均列为异常。 利用这些分类标准， 可得到对体外受精有价值的 精子形态学方面的数据。 精子形态学观察时，应注意下列精子缺陷的类型: ?头部缺陷:大头、小头、锥形头、梨形头、圆头、无定形头、有空泡的头(未染色的空泡 区域占头部的 20%以上) 、顶体过小的头(小于头部的 40%) 、双头以及上述缺陷的任何组 合。 ?颈部和中段的缺陷:颈部“弯曲”(颈和尾形成的角度大于头部长轴的 90%) 、中段非对称 地接在头部、 粗的或不规则的中段、 异常细的中段 (即无线粒体鞘) 和上述缺陷的任何组合。 ?尾部缺陷:短尾、多尾、发卡形尾、尾部断裂、尾部弯曲(>90 度) 、尾部宽度不规则、 尾部弯曲或上述缺陷的任何组合。 ?胞浆小滴大于正常精子头部的一半。此小滴通常位于中段。 只有带有尾部的可辨认精子， 才考虑进行不同形态精子计数; 未成熟精子细胞包 括圆形精子 细胞阶段，不能作为精子进行计数。精子头