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TGF-β超家族成员在正畸源性牙根吸收中的作用

何静 张勤

[Summary]转化生长因子-β（Transforming growth factor-β，TGF-β）超家族是一类能调节细胞功能及参与疾病发生的蛋白，具有多种生物学功能，在炎症及修复方面也有重要的 表 关于同志近三年现实表现材料材料类招标技术评分表图表与交易pdf视力表打印pdf用图表说话 pdf 现，包括有TGF-β、骨形成蛋白（Bone morphogenetic protein， BMP）、生长分化因子（Growth differentiation factor，GDF）及激活素（Activin，ACT）等，它们具有相似的结构并通过相应的受体进行信号传导。正畸源性牙根吸收是一种无菌性炎症反应，其发生机制与骨吸收相似。TGF-β对正畸源性根吸收有着调控和促进修复的作用;BMP对牙周组织的改建及正畸源性牙根吸收的早期修复有促进作用;GDF对骨代谢具有调节作用;ACT则参与了牙周组织愈合和骨的形成等。本文就TGF-β超家族成员在正畸源性牙根吸收中发挥的作用进行综述。

[Key]TGF-β超家族;正畸源性;牙根吸收;转化生长因子-β;骨形成蛋白

[]R783.5    [文献标志码]A    []1008-6455（2020）10-0186-04

Roles of TGF-β Superfamily Members in Orthodontic Induced Root Resorption

HE Jing1，ZHANG Qin2

（1.The Fourth Clinical Medical College of Xinjiang Medical University， Urumqi 830000， Xinjiang，China;2.Affiliated Chinese Medicine Hospital，Xinjiang Medical University，Urumqi 830000，Xinjiang，China）

Abstract： TGF-β superfamily is a kind of proteins that can regulate cell function and participate in disease.It has a variety of biological functions，and also has important manifestations in inflammation and repair，including TGF-β，BMP，GDF，ACT and so on. They have similar structures and carry out signal transduction through corresponding receptors.Orthodontic Induced Root Resorption is a kind of aseptic inflammation， and its mechanism is similar to that of bone resorption. TGF-β can regulate and promote the repair of orthodontic root resorption，BMP can promote the remodeling of periodontal tissue and early repair of orthodontic root resorption，GDF can regulate bone metabolism， and ACT is involved in periodontal tissue healing and bone formation.This article reviews the roles of TGF-β superfamily members in Orthodontic Induced Root Resorption.

Key words：transforming growth factor-β superfamily; orthodontic; root resorption; transforming growth factor-β;bone morphogenetic protein

牙根吸收可發生在正畸治疗过程中的任何时候，是其无可避免的并发症[1]。据报道，接受正畸治疗的成年患者中约有92.3%会出现一定程度的牙根吸收[2]。进行性牙根结构的丧失会导致冠根比不足致使正畸治疗的失败，而控制牙齿移动过程中根吸收的炎症反应及促进牙周组织的修复重建是防治正畸源性牙根吸收的关键[3]。TGF-β超家族是一类能够调节细胞功能及参与疾病发生的蛋白，具有丰富而复杂的生物学功能[4]，其中包括有TGF-β、BMP和GDF等。超家族与其他因子相互影响共同参与正畸源性牙根吸收，本文就TGF-β超家族成员在正畸源性牙根吸收中发挥的作用综述如下。

1  正畸源性牙根吸收

牙根吸收是一种多因素现象，是生物效应、遗传易感性和机械因素共同作用的结果。在正畸力的刺激下人体自身免疫系统将溶解牙根外表面硬组织，它是由正畸负荷造成的无菌性炎症引起的，导致牙根表面牙骨质的吸收，严重者可伴随下层牙本质也发生吸收[5]。该炎症程度取决于不同细胞的毒性或侵袭性，以及所涉及组织的脆弱性和敏感性。Oshiro[6]研究发现牙根吸收的机制与骨吸收非常相似，是破牙/骨细胞作用的结果。虽然根尖外吸收可以由成牙骨质细胞及成骨细胞进行一定程度的修复，但仍可导致根长的永久性丢失[7]。牙根吸收的前提是牙骨质因骨细胞调节OPG/RANKL的比例而发生吸收，而在此过程中牙骨质细胞积极抵御外界刺激，防止根吸收。当牙骨质被破坏后，暴露的牙本质更容易吸引破骨细胞的黏附而发生吸收。同时，牙本质在矿化过程中存留的TGF-β和BMP-2等因子会影响破骨细胞的活性从而参与调控牙根吸收的炎症过程[8]。正畸牙在移动时牙周组织会进行一系列的改建反应，多核巨噬细胞在清理变性牙周组织的同时也会一定程度的吸收邻近牙根表层组织[9]。此外，不合理的施力会导致牙根表面的直接损伤，进而会启动相关分子的表达从而激活破牙/骨细胞的吸收反应。

2  TGF-β超家族

2.1 超家族成员：TGF-β超家族可由多种细胞分泌，是一类能够调节体内平衡和疾病的多效细胞因子。超家族由33个成员组成，包括TGF-βs（TGF-β1、TGF-β2和TGF-β3）、骨形成蛋白（BMP）、生长分化因子（GDF）、激活素/抑制素、结节蛋白和抗苗勒氏激素蛋白等[10]。有活性的超家族成员有相同的结构：均为两个亚基通过二硫键结合形成的同源或异源二聚体。大多数细胞合成的是无活性的TGF前体蛋白，在经过蛋白水解或者构象变化作用释放出有活性的TGF-β分子后方可与相应的受体（T-βRⅠ受体、T-βRⅡ受体和T-βRⅢ受体）结合发挥作用[11]。

2.2 超家族信号转导通路：TGF-β超家族在人胚胎发育和组织内稳态中发挥重要作用，这种功能的多样性是通过细胞内信号的复杂网络实现的，但也受到细胞外信号控制的正负反馈的影响[12]。TGF超家族是通过受体介导的信号通路进行信号转导，Smads蛋白介导的通路是经典途径。以TGF-βs为例，无活性的TGF-βs与潜伏期相关蛋白（LAP）结合为非活性分子再与潜伏的结合蛋白（LTBP）形成复合物并将其引导走向细胞膜，在那里它通过与细胞外基质中的蛋白酶相互作用而被激活[13]。活化的TGF-βs首先与Ⅱ型受体（T-βRⅡ）结合，从而招募Ⅰ型受体（T-βRⅠ）。在Smads经典信号通路中，T-βRⅠ利用丝氨酸/苏氨酸激酶活性，通过胞质蛋白Smad2和Smad3的磷酸化来传导细胞内信号。Smad2、Smad3与Smad4结合形成一个能够转移到细胞核的异构体复合物。核Smad复合体与TGF-β效应基因结合，进行转录调控[14]。同样的跨膜信号也可以通过不依赖于Smad的方式传导信号，TGF-β非经典途径触发了众所周知的细胞内通路，包括丝裂原激活蛋白激酶、Rho样GTP酶、磷脂酰肌醇-3-激酶/Akt和JNk/p38。TGF-βs通过这两种途径共同调节一系列功能，包括有：用于控制TGF-β分泌和激活的各种机制的蛋白，Smad蛋白的翻译和修饰，以及调控与目标基因结合的细胞特异性辅助因子[15]。

3  TGF-β超家族成员与正畸源性牙根吸收

3.1 TGF-β及其在牙根吸收中的作用：TGF-β亚家族是具有多项双功能生物活性的细胞调节因子。在哺乳动物中常以TGF-β1、TGF-β2和TGF-β3三种亚型组成，其结构在不同亚型和物种间高度保守，其中TGF-β1占主要比例，承担重要功能[16]。TGF-β可以诱导成骨细胞表达OPG，并抑制破骨细胞的存活[17]。相反地，TGF-β可通过不同的信号通路调节破骨细胞前体的增殖和融合，并且通过促进RANKL介导的破骨细胞的分化，从而对破骨细胞发挥相互矛盾的作用[18]。杨璐等[19]建立兔牙移动模型每周采血并在4周后处死，通过免疫组化染色和免疫荧光染色方法检测 TGF-β1 的表达以及全血细胞分析检测碱性磷酸酶（ALP）的含量，得出TGF-β1通过使细胞中ALP的含量升高，增强了成骨细胞的活性，从而对牙周组织的改建有积极作用。此外TGF-β在炎症反应中具有促炎和抗炎双重特征[20]，牙齿移动过程中TGF-β1具有趋化作用，不但能够招募巨噬细胞、中性粒细胞，诱导释放TNF-α和IL-1、IL-6等炎性介质，促进炎症反应的发生发展[21]，而且可以促进Treg细胞的增殖和分化而增强IL-10的分泌，并且还可以抑制RANKL和MMP来减轻炎症反应发挥免疫抑制作用。

Emi Shimazaki等通过制备生理性根吸收的牙周组织，刮除牙颈部至根尖的3个区域，测定TGF-β和抗酒石酸性磷酸酶（TRAP）活性。发现乳牙根周组织中TGF-β通过对OPG诱导和RANKL介导的破牙细胞分化的调节而参与牙根吸收[22]。刘琦认为，TGF-β1在牙周膜干细胞、成牙本质细胞及成牙骨质细胞中均有较高的表达，对细胞外基质的合成代谢有重要调控作用，并通过实验验证TGF-β1的剂量与MMP-1分泌量存在时间上的依赖性，推断TGF-β1可以促进MMP-1的分泌从而参与正畸源性牙根吸收的发生和发展[23]。Seifi等[24]通过建立两组Wistar大鼠正畸牙移动模型21d后处死动物，分别进行组织学评估和逆转录聚合酶链反应（RT-PCR）。测量两组正畸牙的移动及牙根吸收情况，明确正畸力与正畸诱导的炎性牙根吸收有直接关系，但TGF-β1在牙根吸收陷窝中缺乏差异表达。他们得出结论，TGF-β1是在牙齿移动过程中诱导的炎症因子可能参与调节适应性牙槽骨建模。此外，TGF-β1对成牙骨质细胞分化形成牙骨质[25]和牙本质的发育过程中也起着重要的调节作用，牙根吸收可导致TGF-β1的释放、激活，并促进胞外基质分泌参与牙本质及牙骨质的的修复[26]。

3.2 BMP及其在牙根吸收中的作用：BMP与GDF一起构成TGF家族中最大的亚群，是分泌型生长因子，不但在胚胎发育过程中发挥着至关重要的作用，也参与了成年生物体各种组织器官的维持和修复过程[27]。BMP许多成员具有良好的骨诱导性，可诱导间充质细胞转化为骨细胞，并钙化成骨组织。至今大家已发现BMP亚家族至少有20种亚型，其中BMP-2是被证实骨形成的关键调节因子，能促进间充质干细胞分化为软骨/成骨细胞，加快成骨细胞的增殖分化，并且调控破骨细胞的凋亡，从而诱导牙槽骨和牙骨质的形成[28]。

基于BMP-2具有强大的成骨修复能力，因此，被广泛的作为正畸牙移动中牙周组织改建的检测指标及牙根吸收后修复的检测因子。BMP-2在张力侧牙周组织中高表达，证实其与正畸牙移动的牙槽骨改建有关[29]。应用BMP-2后，牙根缺损中牙骨质的形成增加，在增加碱性磷酸酶活性和细胞矿化活性增加方面发挥了作用[30-31]。张寅等[32]将建立的SD大鼠牙根吸收模型随机分为三组：继续加力组、停止加力组和停止加力并在牙周膜内注射BMP-2组，在不同时间点处死动物并进行组织学分析发现，停止加力并局部使用BMP-2能早期形成修復性牙骨质有效促进正畸源性根吸收的早期修复。Wang等[33]选用永生化小鼠成牙骨质细胞系OCCM-30，通过对比单独应用TNF-α和联合应用BMP-4和TNF-α刺激细胞，用定量逆转录聚合酶链反应检测Runx2和OPG的表达和利用特异性抑制剂研究了丝裂原活化蛋白激酶、PI3K-AKT和NF-κB等信号通路的作用。发现加入BMP-4可进一步激活p38MAPK和ERK1/2通路，能有效上调TNF-α对Runx2和OPG表达的抑制作用，从而抑制成牙本质细胞的分化、增殖和矿化。BMP-6在骨折的骨痂愈合中具有重要的成骨作用[34]，Chiu HC建立11只Beagle犬下颌前磨牙牙周缺损模型，实验部位分别用不同浓度的BMP-6处理8周后安乐死，收集块活检并进行组织学/组织计量学分析。得出结论BMP-6可促进牙周创面愈合/再生，尤其是牙骨质形成，包括功能性牙周膜[35]。BMP-7具有良好的抗纤维化[36]，在牙根吸收的研究中未发现有潜在的相关性。

3.3 生长分化因子：生长分化因子（Growth differentiation factor，GDF）以非活性前体蛋白的形式产生，然后被切割并组装成活性的分泌型同源二聚体。GDF二聚体是二硫键连接的配体，可与多种受体结合[37]。其中，GDF-15是研究较广泛的一种应激蛋白，具有抗凋亡、抗炎及保护血管内皮等作用，参与组织修复和调节器官生长、分化等各种生物学进程[38]。生理状态下表达水平较低，但当细胞受到刺激后（如：缺氧、炎症、急性损伤或癌变）其表达将明显提高，GDF-15对成血管和骨代谢具有一定的调节作用[39]。Yang CZ等[40]采用酶联免疫吸附法测定30例健康人、24例口腔白斑和60例口腔鳞癌患者治疗前血清GDF15浓度，发现口腔白斑和口腔鳞癌患者血清GDF15浓度明显高于健康对照组，可推断GDF15水平升高可能是口腔白斑的诊断指标，也可能是口腔鳞癌患者的预后指标。但在正畸源性牙根吸收发生发展中作用的研究较少。

3.4 激活素：激活素（Activin，ACT）是由抑制素的两个β亚基通过二硫键连接而成的二聚体，目前发现有五种类型的β亚基（A、B、C、D和E），但只有激活素A、B和AB被研究并已知在哺乳动物中具有生物活性[41]。激活素A参与了骨的形成、牙周组织愈合和胚胎发育等[42]。Sugii H[43]通过将激活素A定位于人牙周膜细胞（HPDLCs）中和大鼠牙周膜组织（PDL）中，用免疫荧光和免疫化学分析方法检测当PDL组织受到手术损伤时，激活素A和IL-1β的表达量及表达位置，发现这两种蛋白共同定位在病变周围，激活素A促进了HPDLC的趋化、迁移和增殖，并导致这些细胞的成纤维细胞分化增加，而下调了成骨细胞的分化，促进HPDLC的增殖分化并有益于牙周组织的愈合再生。同时，激活素A也可参与骨折愈合及调节骨再生过程，可促进骨髓干细胞转化为成骨细胞，并与其他因子协同诱导成骨细胞增殖分化[44]，但与正畸源性牙根吸收相关性的研究甚少。

4  小结

TGF-β超家族成员在炎症反应、骨代谢、牙周组织改建、牙骨质及牙本质形成中发挥着重要的作用。BMP-2在正畸牙移动牙周组织的改建过程中发挥着重要的调节作用，并且有助于正畸源性牙根吸收的早期修复。由于TGF-β在炎症反应及骨改建过程中具有双功能特性，对正畸源性根吸收有着调控和促进修复的作用。阐明其作用机制，可为临床工作中防治及修复正畸源性根吸收奠定重要的研究基础。

[Reference]

[1]Krishnan V.Root resorption with orthodontic mechanics： pertinent areas revisited[J].Aust Dent J，2017，62（Suppl 1）：71-77.

[2]周丹，李阳飞，梁晓伟，等.CBCT评估成人正畸治疗中前牙牙根吸收情况的前瞻性研究[J].东南大学学报（医学版），2017，36（4）：

529-533.

[3]Seifi M，Hamedi R，Khavandegar Z.The effect of thyroid hormone， prostaglandin E2， and calcium gluconate on orthodontic tooth movement and root resorption in rats[J].Dent （Shiraz），2015，16（Suppl 1）：35-42.

[4]van der Kraan PM.The changing role of TGFbeta in healthy， ageing and osteoarthritic joints[J].Nat Rev Rheumatol，2017，13（3）：155-163.

[5]Sawicka M，Bedini R，Wierzbicki PM，et al.Interrupted orthodontic force results in less root resorption than continuous force in human premolars as measured by microcomputed tomography[J].Folia Histochem Cytobiol，2014，52（4）：289-296.

[6]Oshiro T，Shibasaki Y，Martin TJ，et al.Immunolocalization of vacuolar-type H+-ATPase， cathepsin K， matrix metalloproteinase-9，and receptor activator of NFkappaB ligand in odontoclasts during physiological root resorption of human deciduous teeth[J].Anat Rec，2001，264（3）：305-311.

[7]Castro I，Valladares-Neto J，Estrela C.Contribution of cone beam computed tomography to the detection of apical root resorption after orthodontic treatment in root-filled and vital teeth[J].Angle Orthod，2015，85（5）：771-776.

[8]吳佳益，李鑫，汪成林，等.炎症性牙根外吸收致病机制的研究进展[J].华西口腔医学杂志，2019，37（6）：656-659.

[9]卢嘉静，葛振林.正畸致牙根吸收的分子生物学研究进展[J].国际口腔医学杂志，2008，35（5）：599-601.

[10]Hanna A，Frangogiannis NG.The Role of the TGF-beta superfamily in myocardial infarction[J].Front Cardiovasc Med，2019，6：140.

[11]Dong X，Hudson NE，Lu C，et al.Structural determinants of integrin beta-subunit specificity for latent TGF-β[J].Nat Struct Mol Biol，2014，21（12）：1091-1096.

[12]Roane BM，Arend RC，Birrer MJ.Review： targeting the transforming growth factor-beta pathway in ovarian cancer[J].Cancers

（Basel），2019，11（5）：668.

[13]Haque S，Morris JC.Transforming growth factor-β： A therapeutic target for cancer[J].Hum Vaccin Immunother，2017，13（8）：1741-1750.

[14]Schmierer B，Hill CS.Kinetic analysis of Smad nucleocytoplasmic shuttling reveals a mechanism for transforming growth factor beta-dependent nuclear accumulation of Smads[J].Mol Cell Biol，2005，25（22）：9845-9858.

[15]Ayyaz A，Attisano L，Wrana JL.Recent advances in understanding contextual TGFβsignaling[J].F1000Res，2017，6：749.

[16]Huang T，Schor SL，Hinck AP.Biological activity differences between TGF-β1and TGF-β3 correlate with differences in the rigidity and arrangement of their component monomers[J].Biochemistry，

2014，53（36）：5737-5749.

[17]Murakami T，Yamamoto M，Ono K，et al.Transforming growth factor-beta1 increases mRNA levels of osteoclastogenesis inhibitory factor in osteoblastic/stromal cells and inhibits the survival of murine osteoclast-like cells[J].Biochem Biophys Res Commun，1998，252（3）：747-752.

[18]Ota K，Quint P，Ruan M，et al.TGF-βinduces Wnt10b in osteoclasts from female mice to enhance coupling to osteoblasts[J].

Endocrinology，2013，154（10）：3745-3752.

[19]杨璐，王冠，黎婷，等.三七总皂苷在兔牙齿移动过程中对牙周组织转化生长因子-β1表达的影响[J].郑州大学学报（医学版），2017，52（4）：452-456.